Изолиране на фенолни състави от стена на Anneslea Fragrans, ръководено от дейности. И техният цитопротективен ефект срещу индуциран от водороден пероксид оксидативен стрес в HepG2 клетки, част 2

Моля свържете сеoscar.xiao@wecistanche.comза повече информация

2.7. Инхибиторен ефект върху вътреклетъчното генериране на ROS

Оксидативният стрес е вид дисбаланс между окислението и антиоксиданта в организма [28]. Прекомерното натрупване на ROS може да доведе до оксидативен стрес, който може да причини увреждане на клетки и тъкани като липиди, мембрани и ДНК [29]. Антиоксидантите, включително полифеноли и флавоноиди, могат да помогнат на тялото да намали тези щети, причинени от ROS. Като цяло Н, О се използва широко за индуциране на вътреклетъчно производство на ROS и за нарушаване на антиоксидантната защита на клетките [30]. В настоящото ни изследване H2O2 беше избран да индуцира анормалното натрупване на вътреклетъчни ROS и да наруши антиоксидантната защита на клетките. За да се оцени инхибиторният ефект върху вътреклетъчното генериране на ROS в H, O2-индуцирани HepG2 клетки, нивата на вътреклетъчния ROS бяха тествани чрез поточна цитометрия. Накратко, HepG2 клетките се култивират в 6-ямкова плака (1 × 10 градуса клетки/ямка). След инкубиране в продължение на 24 часа на 50 ug/ml от различни екстракти или 8 ug/mL Vc (положителна група), всички групи с изключение на контролната група бяха индуцирани от Н202 в продължение на 6 часа. Вътреклетъчните нива на ROS на всяко съединение бяха тествани (Фигура 3). Коефициентът на генериране на ROS значително се повишава до 215,64±9,80 процента в H2O, третираната група в сравнение с контролната група (100 процента). В сравнение с групата, третирана с Н, О, съединения 2, 5 и 6 забележително потискат вътреклетъчното производство на ROS (p<0.05), and="" their="" inhibitory="" effect="" was="" equal="" to="" the="" vc="" group="" (figure="" 3).="" many="" phenolics="" have="" been="" proven="" to="" have="" a="" protective="" effect="" against="" intracellular="" ros="" by="" h2o2="" induction[31].="" additionally,="" compound="" 6="" displayed="" the="" strongest="" suppressive="" effect="" on="" intracellular="" ros="" production,="" which="" suggests="" that="" flavonoid="" compounds="" play="" a="" crucial="" role="" in="" inhibiting="" intracellular="" ros="">

2.8. Цитозащитен ефект срещу H2O2-индуцирана клетъчна апоптоза

Апоптозата е основен биологичен феномен на клетките, който играе важна роля в регулаторния механизъм на клетъчната пролиферация, растеж и мутация и стабилността на вътрешната среда. Апоптозата, различна от некрозата, е специален вид клетъчна смърт. Нарушението на апоптотичния процес има лош ефект върху организма и причинява много заболявания [32]. H2O2, като важна сигнална молекула, регулира процеса на клетъчна пролиферация, растеж и апоптоза [5]. Настоящото проучване измерва апоптозата на H, O,-индуцирани HepG2 клетки и оценява цитопротективните ефекти на съединения 2, 5 и 6. След третиране на HepG2 клетки с 1.0 mM H2O2, съотношението на апоптозата беше забележително увеличено ( 57,20±1,97 процента), в сравнение с тази на контролната група (9,10±0,62 процента, p<0.05)(figure 4).="" the="" ratios="" of="" apoptotic="" cells="" in="" the="" treated="" groups="" of="" compounds="" 2,="" 5,="" and="" 6="" significantly="" decreased="" compared="" with="" the="" h2o2-treated="" group="" (model="" group,=""><0.05)(figure 4).="" moreover,="" compound="" 6="" had="" significant="" efficiency="" in="" protecting="" hepa-2="" cells="" from="" h2o2="" toxicity,="" and="" the="" cell="" apoptosis="" ratio="" of="" 6(10.56±1.15%)was="" lower="" than="" that="" of="" the="" vc="" group="" (positive="" control),="" which="" was="" equal="" to="" that="" of="" the="" control="" group(figure="" 4).="" meanwhile,="" compounds="" 2="" and="" 5="" showed="" a="" moderate="" cytoprotective="" effect="" with="" cell="" apoptosis="" ratios="" of="" 2(26.76±2.60%)="" and="" 5(27.64±0.83%).="" the="" differences="" in="" antioxidant="" capacity="" may="" be="" attributed="" to="" the="" number="" of="" phenolic="" hydroxyl="" moieties="" and="" the="" link="">

3. Материали и методи

3.1. Химикали и реактиви

Метанолът, ацетонитрилът и мравчената киселина за високоефективна течна хроматография (HPLC) са с клас HPLC и са закупени от Merck (Darmstadt, Германия). Разтворителите за екстракция на пробата, включително етанол, дихлорометан и n-бутанол, са с аналитичен клас. Дейонизираната вода се пречиства с помощта на система за свръхчиста вода Milli-Q (Millipore, Bedford, Massachusetts, MA, USA) и се използва във всички експерименти. Фенолни стандартни съединения на галова киселина, рутин, тролокс и витамин С бяха закупени от Chengdu Must Bio-Technology Co., Ltd. (Chengdu, Китай). Метилтиазол-2-ил-25-дифенил тетразолиев бромид (MTT), реагент Folin-Ciocalteu, 2,2'-и-бис(3-етилбензен-тиазолин-6-сулфонова киселина)( ABTS),2,2-дифенил-1-пикрилхидразилрадикал (DPPH), 1,3,5-три(2-пиридил)-2,4,{{23 }}триазин (TPTZ), 2',7'-дихлорофлуоресцеин диацетат (DCFH-DA) и FeSO4-7HO са закупени от Sigma-Aldrich (Шанхай, Китай). ЯМР спектрите са получени с помощта на спектрометри Bruker AV-400 и/или DRX-500. ESIMS спектрите бяха записани на Agilent 1290 UPLC/6540 Q-TOF спектрометър.

Моля, щракнете тук, за да научите повече

3.2. Приготвяне на пробата

Anneslea fragrans Wall. листата бяха събрани от град Lincang в Китай на 2020 юли. Листата се сушат в сенчеста стая до постоянно тегло и след това се стриват на прах с електрическа мелница. Екстракцията и фракционирането бяха извършени като нашия докладван по-рано метод с лека модификация [33]. Прахообразната проба (1 0 0 g) се смесва с 1000 mL 80 процента воден етанол разтворител и се обработва с ултразвук в ултразвукова почистваща баня при 200 W три пъти (0,5 h на време). След това обработената с ултразвук суспензия се събира и центрофугира при 1500 × g за 10 минути от центрофуга Eppendorf (TGL-20B, Shanghai Anting Scientific Instrument Factory, Шанхай, Китай). Комбинираният супернатант се концентрира при 50 градуса чрез ротационен изпарител (Hei-VAP, Heidolph, Германия) и допълнително се изсушава чрез вакуумно изсушаващ лиофилизатор (Alpha 1-2 LD plus, Christ, Германия). Суровият етанолов екстракт (CE, 30 g) се суспендира повторно с вода и последователно се разделя с дихлорометан, етил ацетат и n-бутанол разтворители три пъти. След концентриране и лиофилизиране се получават дихлорметанова фракция (DF), етилацетатна фракция (EAF), n-бутанол фракция (BF) и остатъчна водна фракция (RWF) с тегло 3,2 g, 6,3 g, 7,2 g и 8,2 g. , съответно. Според антиоксидантните активности на различни фракции, BF се хроматографира върху стъклени колони (30 mm × 400 mm), мокро опаковани с 20 g (суха смола) от избраната хидратирана смола D101. Обемът на слоя (BV) на смолата е около 40 mL. След достигане на адсорбционното насищане, колоната първо се промива с дестилирана вода с 4×BV и след това се елуира с етанол-вода (0:100,20:80,50:50,80:20,100:0,v/y, всеки 4× BV), за да се получат пет подфракции (BF-A до E). Всяка част от десорбционните разтвори се концентрира до сухо под вакуум. CE, четири фракции (DF, EAF, BF и RWF) и пет подфракции (BF-A до E) се съхраняват в хладилник (-20 градуса) за по-нататъшно експериментиране.

3.3. Бионасочено изолиране на активни съставки

Под ръководството на антиоксидантни анализи и HPLC анализ, антиоксидантната фракция беше допълнително хроматографирана за изолиране на чисти съединения. Накратко, BF беше подложен на колона с хидратирана смола D101, за да се получат пет субфракции (BF-A до E). BF-C (1.5 g) се подлага на колона със силикагел, елуирайки с DCM/MeOH (15:1), и след това се разделя с помощта на препаративна TLC (DCM/MeOH, 10:1), за да се получат съединения 6 (118 mg ) и 7 (10 mg). BF-D (1.1 g) се подлага на колона със силикагел (CHCl3/MeOH 10:1, 5:1), за да се получат съединения 1 (129 mg) и 4 (15 mg). BF-E (1.2 g) се подлага на силикагелна колона (CHCI3/MeOH, 30:1, 10:1, 5:1) за получаване на съединения 1 (216 mg), 2 (135 mg) и смес. Последната се пречиства чрез силикагелна колона (CHCI3/MeOH 12:1), за да се получат съединения 3 (19 mg) и 5 ​​(15 mg) (Фигура 5).

3.4. Изясняване на структурата на съединения 1-7

Според антиоксидантните активности на различни фракции, три субфракции, BF-C до E бяха подложени на колонна хроматография. По този начин ръководеното от биоактивността фракциониране на BF-C до E доведе до изолирането на седем отделни фенолни съединения. Техните структури бяха идентифицирани като конфузозид(1)[34], ваксинифолин (2)[34],1-[4-(-D-глюкопиранозилокси)-2-хидроксифенил]-3- (4-хидрокси-3-метоксифенил)-1-пропанон (3) [35], (S)-нарингенин-7-O- -D-глюкопиранозид (4)[ 22],2',3,4,4'-тетрахидроксидихидрохалкон(5)[26], (епи)-катехин (6)[26] и корнозид (7)[36](Фигура 1B) чрез анализ на 1D -NMR и ESI-MS данни и сравнение с докладваните по-рано съединения в литературата. Сред тях съединения 3, 4 и 7 са изолирани от това растение за първи път.

Cistanche може да подобри имунитета

Конфузозид (1). Молекулната формула е определена като C21H24O, и разделянето дава 129 mg бледожълти игли. Данните за 'IH NMR (500 MHz, DMSO-d6) и ESI-MS (m/z 421 [M плюс H]) са идентични с докладваното по-рано съединение в литературата [34]. Идентификацията беше допълнително подкрепена от 13C NMR（125 MHz, DMSO-dg）∶δ204.4 （s,C=O),163.5(s,C-2'),163.3(s,C -4'),155.5(s,C-4),132.6(d,C-6'),130.9(s,C-1),129.2(d, C -2, 6),115.0(d,C-3/C-5),114.4(s, C-1'),108.3(d, C{{45} }'),103.4(d,C-1"),99.6(d,C-3'),77.1(d, C-5"),76.4(d, C{{ 57}}"),73.1(d,C-2"),69.5(d, C4'),60.5(t,C-6'),39.8(t,C-),28.9( t, C-6).

Ваксинифолин (2) се получава като жълт аморфен прах (153 mg) и му се приписва молекулна формула C2H24O10. 'Н NMR (500 MHz, DMSO-dg) и ESI-MS (m/z 437 [M плюс H]) данните бяха същите като предишните докладвани данни [34]. Идентификацията беше допълнително подкрепена от 13CNMR（125 MHz,DMSO-de）∶δ204.4 （s, C=O）,163.5（s, C-2'）,163.3 (s, C{ {21}}),145.0(s, C-3),143.3(s, C-4),132.6(d, C-6),131.7(s, C{{33 }}),118.9(d, C-6),115.8(d, C-2),115.4(d, C-5),114.4(s, C-1 '), 108.3(d, C-5'),103.4(d, C-1'),99.6(d,C-3'),77.1(d, C{{57 }}"),76.4(d,C-3'),73.1(d,C-2"),69.5(d,C-4'),60.5(t,C{ {69}}'),39,4(t,Ca),29,1(t,C-6).

{{0}}[4-( -D-Глюкопиранозилокси)-2-хидроксифенил]-3-(4-хидрокси-3-метоксифенил){{8 }}пропанон (3). Съединението се получава като безцветни игли (19 mg) и молекулната формула се определя като C22H2O10. 'H NMR (400 MHz, DMSO-d6) и ESI-MS (m/z451 [M плюс H]* ) данни, съгласувани с литературата [35]. Идентификацията беше допълнително подкрепена от 13CNMR（100 MHz,DMSO-d）∶δ204.5（s,C=O）,163.5（s,C-2'）,163.3（s,C{ {31}}'),147.4(s,C-3),144.6(s,C-4),132.6(d,C-6),131.6(s,C{{ 43}}),120.4(d,C-6),115.2(d,C-5),114.5(s,C-1'), 112.6(d,C{{55) }}),108.3(d,C-5'), 103.3 (d,C-1"),99.5 (d, C-3'),77.0(d,C{{ 67}}'),76.3(d, C-3"), 73.0(d,C-2"),69.5(d,C-4'),60.5(t,C -6'),55,5(q,C-OCH3),39,5(t,C-),29,4(t,C-6).

(S)-Нарингенин-7-O- -D-глюкопиранозид (4) има молекулна формула C21H2.O10, която се получава като 15 mg бял прах. Данните за IH NMR (500 MHz, DMSO-dg) и ESI-MS (m/z 435 [M плюс H] плюс) са в съответствие с предишната работа[22]. Идентификацията беше допълнително подкрепена от13C NMR（125 MHz, DMSO-d）∶δ197.2 （s, C-4）,165.3（s, C-7）,165.2 (s, C{{25 }}), 162.9(s, C-9), 157.9(s, C-4'),128.6(s, C-1'), 128.4(d, C{{37 }}',6'),115,2 (d, C-3'/C-5'),1{{110}}3,2 (s,C-10 ),99,6(d,C-1'),96,5(d,C-6),95,4(d,C-8),78,7(d,C-2) ,77.0(d, C{{6{{240}}}"),76.3 (d,C-3'),73.0(d,C{{ 66}}"), 69,5 (d,C-4'),60,5(t,C-6'),42,0(t,C-3). 2'3,4,A'-Тетрахидроксидихидрохалконът (5) притежава молекулна формула като C15H4O5 и се отделя (15 mg) като бял прах. 'Н NMR (400 MHz, DMSO-dg) и ESI-MS (m/z 275 [ M плюс H] плюс) данните са в съответствие с тези, докладвани в литературата [26]. Идентификацията беше допълнително подкрепена от 13C NMR（125 MHz, DMSO-d6）∶δ203.9 （s, C=O）,164.7(s,C-2'),164.2(s,C -4'),144.9(s, C-3),143.3(s, C-4),133.0(d,C-6),131.8(s,C{ {114}}),118,9 (d,C-6),115,7(d,C-2),115,4(d,C-5),112,5 (s,C{{126 }}),108.2(d,C-5'),102.4(d,C-3'),39.5(t, C-a2),29.2(t, CB). (Epi)-катехин(6) се изолира като бял прах (118 mg) и се установява молекулната формула като CHO4.1H NMR (400 MHz, DMSO-dg) и ESI-MS (m/z 291 [M плюс H] плюс )данните се съгласуваха добре с докладваните в литературата [26]. Идентификацията беше допълнително подкрепена от13C NMR （125 MHz, DMSO-d6）∶δ156.4（s,C-7）,156.1（s, C-5）,155.3（s,C{{162 }}),144.8(s,C-3'),144.8(s,C-4'),130.5(s,C-1'),118.4(d,C{{ 174}}'),115.0(d,C-5'),114.4(d,C-2'), 99.0(s,C-10),95.1(d,C{ {186}}),93.8(d, C-8),80.9(d, C-2),66.2 (d,C-3),27.8(t, C{{198 }}). Корнозид (7) се получава като аморфно твърдо вещество (10 mg) и се определя молекулната формула като C1H20O8. 'H NMR (500 MHz, DMSO-dg) и ESI-MS (m/z317 [M плюс H] плюс) данните съответстват на публикувани данни [36]. Идентификацията беше допълнително подкрепена от 13CNMR（100 MHz,DMSO-dg）∶δ185.3（s, C-4）,153.3（d,C-2）,153.2 （d,C{{220 }}）,126.4（d, C-3）,126.4(d,C-5),102.8(d,C-1'),76.8(d,C{{232} }'),76.6(d,C-3'),73.3(d,C-2'),70.0(d,C-4),67.3(s, C{{244 }}), 63.8(t, C-8), 61.0(t, C-6'), 39.7(t, C-7).

3.5. Определяне на общо фенолно (TPC) и общо флавоноидно съдържание (TFC)

TPC и TFC на четири фракции (DF, EAE, BF и RWF) и пет субфракции (BF-A до E) бяха измерени съгласно нашия докладван по-рано метод [37]. За TFC, 1.0 mL от всяка проба (с концентрация 1.0 mg/mL), разтворен в метанол, се смесва с 0.5 mL реагент Folin-Ciocalteu в центрофужна епруветка и се инкубира за 1 min. След това към епруветката се добавят 20 процента разтвор на Na2CO3 (m/o) (1,5 mL) и дейонизирана вода (7,0 mL) и се държат при 70 градуса във водна баня за 10 минути. След охлаждане до стайна температура, 200 uL от разтвора се прехвърлят в микроплака с 96-ямки и абсорбцията се определя при 765 nm от четец на микроплаки SpectraMax M5 (Molecular Devices, Сънивейл, Калифорния, САЩ).

За TFC, 1,2 mL от разтворите на пробата (с концентрация 1.0mg/mL) се смесват с 0.3 mL NaNO (5 процента m/o) и 3,8 mL от 7 0 процента воден етанол и се инкубира в продължение на 8 минути. След това към сместа се добавят 0.3 mL 10 процента воден разтвор на Al(NO3), 4 mL 4 процента воден разтвор на NaOH и 0,4 mL 70 процента воден разтвор на етанол и се оставя да реагира при стайна температура за 30 минути. След това 200 μL от разтвора се прехвърлят в 96-ямкова микроплака, за която абсорбцията се измерва при 510 nm с помощта на четец на микроплаки. TFC и TPC бяха изразени като милиграми еквиваленти на галова киселина (mg GAE/gextract) и рутинни еквиваленти на грам екстракт (mg RE/g екстракт).

3.6. Определяне на антиоксидантна активност

Антиоксидантната активност на четири фракции (DF, EAF, BF и RWF) и пет субфракции (BF-A до E) бяха оценени в комбинация от DPPH и ABTS анализи за отстраняване на радикали и FRAP анализ въз основа на метода, описан в нашето предишно проучване [33]. За DPPH анализ, 50μL от разтвора на пробата （50,100,200ug/mL） се смесват с 0,2 mL DPPH разтвор (0,1 mmol/ L) в 96-плака с ямки и се оставя да се инкубира за 30 минути. Абсорбцията се измерва при 517 nm с четец за микроплаки SpectraMax M5 (Molecular Devices, Сънивейл, Калифорния, САЩ). За ABTS 25 μL от разтвора на пробата (50, 100, 200 ug/mL) се добавят към 0,2 mLABTS разтвор (7 mmol) /L).Сместа се държи на тъмно в продължение на 6 минути и след това абсорбцията се записва при 734 nm. За FRAP, 20 μL разтвор на пробата（50,100,200ug/mL）се смесва с 0,18 mL FRAP реагент (7 mmol/ L). След инкубиране в продължение на 10 минути на тъмно при 37 градуса, абсорбцията се определя при 593 nm. Всички тестове се провеждат три екземпляра. Резултатите от стойностите на DPPH, ABTS и FRAP се изразяват като umol Trolox еквиваленти на грам от екстракт （μmol TE/g екстракт）.

3.7.HPLC анализ

BF и съединенията {{0}} бяха анализирани на Agilent 1260 HPLC система, свързана с детектор с диодна матрица. Преди анализа, прясно приготвеният разтвор на пробата се филтрира през 0.45 um найлонова мембрана. Разделянето беше извършено с помощта на колона Reprosil-Pur Basic C18 （5 μm, 4,6 × 250 mm, Германия）, поддържана при 35 градуса. Обемът на инжектиране беше 5.0 μL, скоростта на потока беше 1.0 mL/min, а дължината на вълната на откриване беше настроена на 280 nm. Подвижните фази бяха подкиселена вода с 0,1 процента мравчена киселина (фаза A) и ацетонитрил (фаза B), елуирането с линеен градиент се извършва както следва: 0-3 min, 20 процента B; 3-10 min, 40 процент B; 10-15 min, 60 процента B; 15-20 min, 100 процента B.

3.8. Клетъчна култура и клетъчна жизнеспособност

HepG2 клетки от човешки рак на черния дроб са закупени от Kunming Cell Bank (Kunming, Китай). Клетките HepG2 се отглеждат в DME, допълнен с 1 процент пеницилин-стрептомицин и 10 процента фетален говежди серум в атмосфера от 5 процента CO,/95 процента въздух при 37 градуса. Когато клетките се инкубират до подходяща плътност (приблизително 80 процента), те бяха третирани с положителната контрола (Vc) и изолираните съединения за по-нататъшни експерименти.

Клетъчната жизнеспособност се определя чрез МТТ анализ за оценка на цитотоксичността на всяка проба [29]. Клетките при плътност от 1 × 104 клетки на ямка се посяват в 96-плака с ямки и се оставят да се инкубират в продължение на 24 часа. Всяко съединение (приготвено като четири дози от 50 до 200 ug/mL） се добавя към всяка ямка за 20 часа. След това клетките се третират с помощта на МТТ разтвор с крайна концентрация от 4 часа. Средата с МТТ се отстранява и 200 μL от DMSO се добавя за разтваряне на формазан.Абсорбцията се записва при 570 nm от четец на микроплаки.Резултатите показват, че всяко съединение е нетоксично за HepG2 клетките при тестваните концентрации.

3.9. Инхибиране на генерирането на ROS в H2O2-индуцирани HepG2 клетки

H,O,-индуцираните HepG2 клетки бяха използвани за определяне на инхибиторния ефект върху производството на ROS [3]. HepG2 клетки (1.0×10 градусови клетки на ямка) се посяват в 6-плака с ямки и се култивират съвместно с изолирани съединения с 50 ug/mL и Vc（8ug/ mL). След инкубиране в продължение на 20 часа, средата се отстранява и към всяка ямка се добавят 2 μL Н, О (0,5 mM) за още 6 часа. В края на експеримента клетките бяха белязани с 2 μL DCFH-DA（10 mM） на тъмно при 37 градуса за 20 минути. Абсорбцията се записва чрез поточна цитометрия (Guava easy still 6-2L, Millipore, Billerica, Massachusetts, MA, USA).

3.10. Определяне на клетъчна апоптоза

Защитният ефект на всяко съединение върху H2O2-индуцирана апоптоза на HepG2 клетки се определя с помощта на комплект за апоптоза с човешки анексин VFITC/PI [38]. HepG2 клетките бяха предварително третирани с или без изолирани съединения в продължение на 48 часа. След инкубиране към клетките се добавят 100 μL от свързващия буфер и клетките реагират на тъмно с 10 μL анексин V-FITC в продължение на 5 минути при стайна температура и с 10 μL пропидиев йодид （PI） в ледена баня в продължение на 5 минути мин, последователно. Клетъчната апоптоза беше незабавно анализирана с помощта на поточна цитометрия.

3.11.Статистически анализ

Всички експерименти бяха проведени в три екземпляра. Всички стойности са изразени като средно ± стандартно отклонение (SD). Разликите вътре и между групите бяха анализирани с помощта на еднопосочен анализ на дисперсията (ANOVA), последван от теста на Tukey. Разликата се счита за статистически значима на стр<0.05. all="" analyses="" were="" performed="" using="" origin="" 2019b="" software="" (originlab,="" northampton,="" ma,="">

4. Изводи

В това проучване различни фракции от листата на A.fragrans бяха фракционирани и техните TPC и TFC бяха анализирани. При изолиране, ръководено от антиоксидантна активност, съединения 1-7, включително четири флавоноидни гликозида (1-4) и два флавоноида (5 и 6), бяха изолирани и идентифицирани от листата на A. fragrans, което предполага, че този вид е богат във флавоноидни съединения. Съединения 2, 5 и 6 показват значителна антиоксидантна активност при DPPH, ABTS радикално отстраняване и FRAP анализи. Освен това, те видимо предотвратяват увреждане от оксидативен стрес чрез намаляване на съдържанието на ROS и клетъчна апоптоза в H2O2-индуцирани HepG2 клетки. Според тези резултати полифенолните съединения, особено флавоноидите, имат значителен антиоксидантен капацитет поради техните фенолни хидроксилни групи. Освен това, съединение 2, притежаващо гликозидната част и три фенолни хидроксилни групи, е основният антиоксидантен компонент с най-високо съдържание от листата на A. fragrans. Съединение 6 показва най-добра антиоксидантна активност, което може да бъде основен принос за активността на A.fragrans. Освен това, екстрактите от A.fragrans могат да се използват като възможен естествен източник на антиоксиданти в обещаващи здравословни напитки. Проучването на съединенията от листата на A. fragrans предполага, че те могат да се сервират като антиоксидантен здравословен чай за лечение на увреждане на клетките, причинено от оксидативен стрес, и могат да служат като хранителни добавки, прилагани в хранително-вкусовата промишленост.

Тази статия е извлечена от Molecules 2021, 26, 3690. https://doi.org/10.3390/molecules26123690 https://www.mdpi.com/journal/molecules