Изолиране и пречистване на фенилетаноидни гликозиди от Cistanche Deserticola чрез високоскоростна противотокова хроматография

Контакт: Audrey Hu Whatsapp/hp: 0086 13880143964 Имейл:audrey.hu@wecistanche.com

Li a,b, Rong Tsao b,*, Raymond Yang b, Chunming Liu a, J. Christopher Young b, Honghui Zhu b

Резюме

Пет фенилетаноидни гликозида (PhGs), ехинакозид, цистанозид А, актеозид, изоактеозид и 20-ацетилактеозид, бяха изолирани и пречистени отCistanche deserticolaза първи път чрез високоскоростна противотокова хроматография (HSCCC), използвайки две двуфазни системи, едната състояща се от етил ацетат-етанол-вода (5:0.5:4.5, v/v/v) и друга от етилацетат–n-бутанол–етанол-вода ({{10}}.5:0.5:0.1:1, v/v/v/v). Общо 28,5 mg ехинакозид, 18,4 mg цистанозид А, 14,6 mg актеозид, 30,1 mg изоактеозид и 25,2 mg 20-ацетилактеозид бяха пречистени от 1412 mg n-бутанол екстракт от C. deserticola, всеки при над 92,5 процента чистота, както е определено чрез HPLC. Структурите бяха идентифицирани чрез тяхното време на задържане, UV, LC–ESI-MS в режим на отрицателни йони и потвърдени от NMR експерименти. Обсъжда се характерният LC-ESI-MSn фрагментационен модел на петте съединения и е установено, че е много специфичен и полезен инструмент за структурна идентификация на PhG от това важно лечебно растение.

Ключови думи:Cistanche deserticola; фенилетаноид; ехинакозид; цистанозид А; актеозид; изоактеозид; 20-Ацетилактеозид; HSCCC; LC–ESI-MS; NMR

1. Въведение

Cistanche deserticola YC Maе добре известно китайско билково лекарство и се използва широко в традиционни препарати, подобни на днешните функционални хранителни съставки или хранителни добавки (Wong, Li, Cheng, & Chen, 2006). Основните биоактивни съставки в C. deserticola са фенилетаноидни гликозиди (PhGs), включително ехинакозид, актеозид, изоактеозид, 20-ацетилактеозид и цистанозид А (Kobayashi, Karasawa, & Miyase, 1984; Kobayashi et al., 1987). PhG са широко разпространени в растителното царство и са обстойно изследвани за техните различни биологични функции като хепатопротективна (Xiong et al., 1998), противовъзпалителна, антиноцицептивна активност (Schapoval et al., 1998) и антиоксидантна активност ( Cheng, Wei, Guo, Ni и Liu, 2005; He, Lau, Xu, Li и But, 2000; Li, Wang и Wang, 1997; Li, Wang, Zheng, Liu и Jia, 1993; Wang, Jiang, Wu, & Wang, 2001; Xiong, Kadota, Tani, & Namba, 1996), подобряване на сексуалната функция (Xie & Wu, 1993; Zong, He, Wu, & Chen, 1996) и седативен ефект (Lu, 1998). ).

Поради горните значителни биоактивности, спешно са необходими големи количества чисти съединения като референтни стандарти и за различни in vitro и in vivo изследвания, свързани с употребата на традиционни китайски лекарства. Поради това стават необходими ефективни методи за изолиране, пречистване и структурно характеризиране на PhGs. Подобна работа обаче обикновено изисква използването на множество хроматографски стъпки за почистване и изолиране на пробата (Gross, Lahloub, Anklin, Schulten, & Sticher, 1988; Nishimura, Sasaki, Inagaki, Chin, & Mitsuhashi, 1991; Ravn, Nishibe , Sasahara, & Li, 1990; Shoyama, Matsumoto, & Nishioka, 1987), което обикновено води до ниски нива на възстановяване поради необратима адсорбция на PhGs върху твърдата подложка по време на разделяне (Lei et al., 2001). За разлика от това, високоскоростната противотокова хроматография (HSCCC) се превърна в ефективна алтернатива на конвенционалните хроматографски техники за отделяне на някои PhG от растителни екстракти (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Лей и др. успешно отдели актеозид и 20-ацетилактеозид отCistanches салса(CA Mey.) G. Beck чрез използване на HSCCC (Lei et al., 2001). Авторите на тази статия преди това са докладвали за отделянето на актеозид и изоактеозид от Plantago psyllium L. от HSCCC (Li et al., 2005). Въпреки това, не е публикуван доклад за разделянето и пречистването на множество PhG от C. deserticola с помощта на HSCCC. Поради липсата на стандарти, LC-MS методите са разработени и използвани като мощен аналитичен инструмент за бързо характеризиране и идентификация на някои PhGs в растителен екстракт (Li et al., 2005; Wang et al., 2000).

В тази статия ние докладваме метод на HSCCC, разработен за получаване на ехинакозид, цистанозид А, актеозид, изоактеозид и 20-ацетилактеозид от C. deserticola. Характеризирането и анализът на петте отделени PhG бяха извършени чрез използването на LC, съчетано с вградена ESI масспектрометрия и NMR експерименти. Времето на задържане, молекулното тегло и характерните фрагментни йони на петте PhG са представени и обсъдени в тази статия. Структурите на петте PhGs, идентифицирани в това изследване, са показани на Фиг. 1.

Ефективни съставки на Cistanche deserticola

2. Експериментален

2.1. Химикали и реактиви

Актеозидът е закупен от Sigma-Aldrich (Oak-Ville, ON), ехинакозидът е закупен от ChromaDex (Santa Ana, CA). Изоактеозидът е изолиран от P. psyllium L. (Li et al., 2005). C. deserticola е закупен от Beijing TongRenTang Medicinal Store (Китай). Всички разтворители са с клас HPLC и са закупени от Caledon Laboratories Ltd. (Georgetown, ON).

2.2. приготвяне на пробата

C. deserticola (20 g) се екстрахира пет пъти при стайна температура в продължение на 12 часа със 100 mL 80 процента воден етанол. Всеки път екстракционната смес се филтрира през филтърна хартия Whatman No.1 (Whatman International Ltd., Maidstone, Англия). Комбинираният филтрат се концентрира до 100 mL във вакуум при < 40="" градуса.="" полученият="" воден="" разтвор="" се="" обезмаслява="" два="" пъти,="" всеки="" със="" 100="" ml="" хексан,="" и="" след="" това="" се="" екстрахира="" последователно="" пет="" пъти,="" всеки="" със="" 100="" ml="" n-бутанол.="" слоевете="" n-бутанол="" се="" обединяват="" и="" се="" концентрират="" до="" сухо="" във="" вакуум="" при=""><40 градуса,="" което="" дава="" 2.2="" g="" екстракт="" от="" n-бутанол.="" екстрактът="" се="" съхранява="" при="" -20="" градуса="" преди="" разделянето="" на="">

2.3. HSCCC процедура за разделяне

Препаративният HSCCC беше проведен в модел CCC{{0}} високоскоростна противотокова хроматография (Pharma-Tech Research, Балтимор, Мериленд, САЩ). Този апарат имаше три подготвителни намотки, свързани последователно (общ обем, 325 mL). Скоростта на въртене на апарата може да се регулира между 0 и 2000 rpm. Системата HSCCC беше оборудвана с HPLC помпа (Pharma-Tech Research, Балтимор, Мериленд, САЩ), UV детектор Model 450 (Alltech, САЩ), плосък рекордер Model L 120 E (Linseis Inc., Princeton Jct, САЩ), фракционен колектор (Advantec MFS Inc., САЩ) и вентил за инжектиране на проба с 10-mL контур за проба.

Смес от етилацетат–етанол-вода (5:0.5:4.5, v/v/v) се разклаща енергично в делителна фуния и се оставя да престои и да се раздели при стайна температура. Двете фази бяха използвани в HSCCC, след като достигнаха равновесие. Цялата навита колона първо беше запълнена с горния слой, който служи като неподвижна фаза. След това долният слой (подвижна фаза) се изпомпва в горния край на колоната при скорост на потока от 1.5 mL/min. Скоростта на въртене беше зададена на 1050 об./мин. Проба (около 230 mg всеки път), разтворена в 8 ml от сместа от етилацетат-етанол-вода (5:0,5:4,5, v/v/v) се зарежда в инжекционния клапан, след като системата достигне хидродинамично равновесие. Тази двуфазна система от разтворители беше избрана въз основа на коефициента на разпределение (К), който беше 0,87, 1,11 и 1,32 съответно за актеозид, изоактеозид и 20 ацетилактеозид. Стойността на K е съотношението на концентрациите в горния и долния слой на същото съединение, както е определено чрез HPLC (фиг. 2). Изтичащата течност от изхода на колоната се наблюдава непрекъснато от UV детектор при 254 nm и се събира в епруветки с фракционен колектор, настроен на 4 минути за всяка епруветка.

2.4. LC условия

статичен авто-самплер и фотодиоден детектор (DAD) бяха използвани за анализ на PhGs в n-бутанол екстракт от C. deserticola и фракции, събрани от разделянето на HSCCC. Разделянето се извършва в колона Phenomenex ODS-C18 (250 × 4.6 mm, 5 lm) с предпазна колона C18. Бинарната подвижна фаза се състои от ацетонитрил (разтворител А) и вода, съдържаща 2 процента оцетна киселина (разтворител В). Всички разтворители се филтруват през a

{{0}}.45 lm филтър преди употреба. Скоростта на потока се поддържа постоянна при 1.0 mL/min за общо време на работа от 25 минути. Системата се изпълнява с градиентна програма: 0–20 min: 90 процента B до 60 процента B; 20–22 минути: 60 процента B до 0 процента B; и 22–25 минути, 0 процента B до 90 процента B. Инжекционният обем на пробата беше 10 lL. Интересните пикове се наблюдават при 320 nm от DAD детектор.

2.5. LC–ESI-MS експерименти

LC-MS експерименти бяха проведени с помощта на масспектрометър с йонен капан Finnigan LCQ DECA (Thermo Finnigan, Сан Хосе, Калифорния, САЩ), оборудван с източник на йонизация с електроспрей (ESI). Пробите бяха анализирани при същите хроматографски условия. За събиране на данни е използван отрицателен модел. Скоростите на потока на обвивния газ и спомагателния поток бяха зададени съответно на 96 и 7 (произволна единица). Капилярното напрежение беше настроено на 29 V и температурата му беше контролирана на 350 градуса. Напрежението на входната леща беше фиксирано на 40 V и многополюсната RF амплитуда беше настроена на 540 V. Напрежението на ESI иглата беше контролирано на 4,5 kV. Отместването на тръбната леща беше 16 V, отместването на многополюсната леща 1 беше 8,20 V, а отместването на многополюсната леща 2 беше 10,5 V. Напрежението на електронния умножител беше зададено на 980 V за откриване на йони.

2.6. ЯМР за идентификация

ЯМР спектрите са записани на спектрометър Bruker Avance-600 (Bruker BioSpin Ltd., Милтън, Канада). Само съединения 2 и 5 (няма налични стандарти) бяха подложени на ЯМР експерименти. Пробите се разтварят в CD3OD.

Активни съставки на цистанче: ехинакозид и актеозид

3. Резултати и обсъждане

Успешното разделяне на HSCCC зависи до голяма степен от подходяща двуфазна система от разтворители, която осигурява идеален коефициент на разпределение (K) около 1 за желаното съединение. Такава двуфазна система трябва също така да дава сравнително кратко време за утаяване (Chen, Games, & Jones, 2003; Foucault & Chevolot, 1998; Oka, Oka, & Ito, 1991). В нашия експеримент избрахме четири серии от системи от разтворители според разтворимостта на целевите съединения в C. deserticola. HPLC се използва за измерване на концентрацията във всяка фаза, от която се изчисляват K стойностите на целевите съединения. Две системи, етилацетат–n-бутанол–етанол-вода (4:0,6:0,6:5, v/v/v/v) и етилацетат–вода (1:1, v/v), са били използвани преди това в HSCCC за отделяне на актеозид и 20-ацетилактеозид от

C. salsa и актеозид и изоактеозид от Psyllium,

съответно (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Въпреки че първата система имаше сравнително кратко време за утаяване, тя имаше лоша производителност при разделянето на PhG на C. deserticola, поради ниските стойности на K за съединения 1 и 2 и високите стойности на K за съединения 3-5. Стойностите на K бяха много ниски за съединения 1–4 във втората система, но много високи за съединение 5 (Таблица 1). Модифицирана система, съдържаща етил ацетат-етанол-вода (5:0,5:4,5, v/v/v), дава идеална K стойност за съединения 3-5 при 0,87, 1,11 и 1,32, съответно, и води до добро разделяне на тези три съединения (фиг. 3A и B). Тази система обаче произвежда

твърде ниска стойност на K за съединения 1 и 2, което води до съвместно елуиране на двете съединения близо до фронта на разтворителя (фракция 1 на Фиг. 3A). Допълнителна модификация на системата (етилацетат–n-бутанол–етанол-вода (0.5:0.5:0.1:1, v/v/v/ v) повиши стойностите на K за съединение 1 и 2 съответно до 0.52 и 0.92 и доведе до пълно разделяне (Фигура 3C). Фигура 3A показва разделянето на HSCCC на a проба, съдържаща 230 mg n-бутанол екстракт от C. deserticola, използвайки етилацетат-етанол-вода (5:0.5:4.5, v/v/v). Фракции, които са потвърдени чрез HPLC, за да съдържат само съединения 3, 4 или 5, бяха комбинирани отделно, а тези, съдържащи съединения 3 и 4, бяха събрани, лиофилизирани и повторно подложени на HSCCC за по-нататъшно разделяне (Фигура 3В). Разделянето на HSCCC, описано по-горе, дава общо 14,6 mg, 30.1 mg и 25,2 mg съединения 3-5 от 1412 mg екстракт от n-бутанол Фигура 3C показва разделянето на HSCCC на проба, съдържаща съединения 1 и 2 (фракция 1 при първото разделяне), като се използва етилацетат–n-бутанол–етанол-вода (0.5:0,5:0,1:1, v/v/v/v).Общо 28,5 и 1 Получават се 8,4 mg от съединения 1 и 2. Хроматографската чистота на лиофилизираните съединения 1-5 беше над 92,5 процента, които бяха директно използвани за LC-ESI-MS и NMR анализи.

Предварителна идентификация на съединения 1, 3 и 4 беше постигната чрез конгруентни времена на задържане и UV спектрални данни с тези на автентичния ехинакозид, актеозид и изоактеозид (фиг. 2). Съединения 2 и 5 бяха неизвестни, но UV спектрите на всичките пет съединения бяха много сходни, което показва подобни структурни характеристики.

За по-нататъшно изследване на структурите на тези пет съединения бяха направени опити за LC-ESI-MSn експерименти и резултатите са показани на Фиг. 4 и Таблица 2. Съединенията, свързани с пиковете (1-5) на Фиг. 2, показват интензивни депротонирани молекулни йони [MH]- при m/z 785, 799, 623, 623 и 665, съответно, в отрицателен режим. Димерни [2M H]- йони също се наблюдават за пикове 1-4 на Фиг. 2. Те потвърждават, че молекулните тегла на пикове 1-5 са съответно 786, 800, 624, 624 и 666. Данните LC-MSN (Таблица 2) предоставят изключително полезна структурна информация за петте PhGs, като например неутралната загуба на експериментална процедура: приблизително 1 mg от всяка проба се претегля в епруветка от 10 ml, в която се поставя 1 ml от всяка фаза от предварително уравновесената двуфазова система от разтворители се добавя. Епруветката се затваря и се разклаща енергично в продължение на 1 минута и се оставя да престои, докато се отдели напълно. Аликвотна част от 100 lL от всеки слой се взема и се изпарява отделно до сухо във вакуум при<40 °c.="" the="" residue="" was="" dissolved="" in="" 10="" ll="" methanol="" and="" analyzed="" by="" hplc="" for="" determining="" the="" partition="" coefficient="" (k)="" of="" compounds="" 1–5.="" the="" k="" value="" was="" expressed="" as="" the="" peak="" area="" of="" the="" target="" compound="" in="" the="" upper="" phase="" divided="" by="" that="" in="" the="" lower="">

LC–ESI-MS на пик 1 е показан на Фиг. 4А. Депротонираният молекулен йон [MH] — при m/z 785 с високо съдържание и димерна депротонирана молекула.йон [2M H]— при m/z 1571 се наблюдава в отрицателен режим, което предполага молекулно тегло от 786, което е същото като това на ехинакозида. По-нататъшното изследване в експеримента LC-MS2 на m/z 785 йони дава един основен дъщерен йон при m/z 623 (Фиг. 4B), произведен директно от m/z 785 чрез загуба на кафеоилова част или хексозна част като [M 162 H]-. LC-MS3 спектърът на m/z 623 показва два основни йона при m/z 477 и 461 и два второстепенни йона при m/z 315 и 179 (фиг. 3C, таблица 2). Масовите разлики между m/z 623 и фрагментните йони m/z 477 и 461 бяха съответно 146 и 162, съответстващи на загубата на рамнозна единица и глюкозна част или кафеоилова част [M 162 H]—. Йоните m/z 623 също губят кафеоилова част и рамнозна част, за да произведат йони m/z 315. Йонът при m/z 179 се получава от разцепването на кафеоилната част, като отрицателният заряд остава от страна на кафеоилната част. Експериментът LC–ESI-MSN върху автентичния ехинакозид показа същия модел на фрагментация. Поради това е потвърдено, че пик 1 е ехинакозид.

За пик 2 LC–ESI-MS показа m/z 799 като депротониран молекулен йон [MH]- и m/z 1599 като негов димерен йон, което предполага молекулна маса 800. По време на експериментите с MS2 m/z 799 йони образуват три дъщерни при m/z 637, 623 и 475 (Таблица 1). Йонът при m/z 637 се получава директно от изходния йон на m/z 799 отново поради неутралната загуба на кафеоил [M-162-H]- или глюкозна част [M-162-H]-. Йонът при m/z 623 е резултат от загубата на CH2 радикал. Йонът при m/z 475 се образува от неутралната загуба както на кафеоилната част [M 162 H]—, така и на глюкозната част от основния йон. Експериментът MS3 върху m/z 637 произведе три йона при m/z 619, 491 и 475, съответстващи съответно на загубите на една вода, рамнозна единица и глюкозна част. Дъщерният йон m/z 623 произвежда m/z 461 и 315 в изследването MS3, което следва същите пътища на фрагментация като ехинакозида, както беше обсъдено по-горе. Данните LC–ESI-MSN подкрепят условна идентификация за пик 2 като цистанозид А. И двата пика показват същия [MH]- йон при m/z 623 и димер при m/z 1247 в отрицателен режим (Таблица 1), което показва, че те вероятно са изомери със същото молекулно тегло на

624, същото като актеозид и изоактеозид. MS2 спектрите на [MH]- йони също показват един и същ дъщерен йон с m/z 461, което показва загубата на кафеоилната част от родителския йон m/z 623 (Таблица 1). Подобни MS3 спектри бяха получени за двете съединения. За пик 3, MS3 спектърът на йона при m/z 461 образува три йона при m/z 315, 161 и 135. m/z 315 се образува след загуба на рамноза, както беше обсъдено по-рано. Йонът m/z 161 се получава от разцепването на кафеоилната част, последвано от допълнителна загуба на една вода; зарядът остава от страна на кафеоилната част. Йонът при m/z 135 [агликон 18 H] възниква от разцепването на гликозидната връзка в С1 позиция с допълнителна загуба на една вода, оставяйки заряда да бъде от страна на агликоновата част. MS3 спектърът на пик 4 следва същия път на фрагментация като пик 3, с изключение на липсващия йон при m/z 135. Молекулярният йон и моделите на фрагментация на тези две съединения са в съответствие с литературните данни за актеозид и изоактеозид (Wang et al ., 2000), въпреки че е намерен допълнителен йон m/z 153 и данните от протонен ЯМР на цистанозид А и 20-ацетилактеозид са определени като [агликон Н] - от Wang et al. (Wang et al., 2000). Този йон може да е бил нестабилен и да е загубил вода, за да даде m/z 135 в нашия експеримент. Въз основа на данните от MS и конгруентните времена на задържане на пикове 3 и 4 със стандартите, следователно те се идентифицират съответно като актеозид и изоактеозид.

Данните LC–ESI-MS за пик 5 са ​​показани в Таблица 2. Депротониран молекулен йон [MH]— (m/z 665) е единственият йон, открит в отрицателния режим, което предполага молекулна маса от 666. Три дъщерни йона са наблюдавани при m/z 623, 503 и 461 в експеримента MS2 (Таблица 2). Дъщерните йони при m/z 623 и 503 се образуват директно от родителския йон чрез загуба на COCH2 група и съответно кафеоилова част. Йонът при m/z 461 идва от загубата както на кафеоилната, така и на COCH2 частта [M 162 42 H] — от основния йон. В MS експеримента m/z 623 произвежда m/z 461, а m/z 503 дава три йона при m/z 485, 461 и 315. MS3 спектърът на дъщерния йон m/z 461 дава два йона при 443 и 315. Чрез сравняване на LC-MSN модела на фрагментиране на пик 5 с други съединения, докладвани в това проучване и с други докладвани (Li et al., 2005; Wang et al., 2000), заключихме, че пик 5 е структурно силно свързан към актеозид, като единствената разлика е COCH3 единицата на R3 позиция. Следователно беше дадена условна идентичност на пик 5 като 20-ацетилактеозид (фиг. 1).

Структурите на двете условно идентифицирани съединения, пик 2 (като цистанозид А) и пик 5 (като 20-ацетил-актеозид) бяха потвърдени за техните структури чрез 1H NMR. Химичните отмествания и константите на свързване на всички протони в съединения 2 и 5, както е показано в таблица 3., съвпадат с докладваните NMR данни за цистанозид А и 20-ацетилактеозид, съответно (Kobayashi et al., 1984, 1987) . 2D NMR експерименти (корелация COSY, ROESY и CH на дълги разстояния) също бяха проведени в настоящото изследване и те допълнително потвърдиха идентификацията (данните не са показани).

Актеозид от Cistanche deserticola

4. Изводи

В настоящата статия HSCCC беше успешно използван за изолиране и пречистване на ехинакозид, цистанозид А, актеозид, изоактеозид и 20-ацетилактеозид от n-бутанол екстракт от C. deserticola. Следователно е доказано средство за полупрепаратно отделяне на биоактивни вещества. Междувременно, структурите на петте PhG в C. deserticola са изследвани с помощта на LC–ESI-MSN; бяха открити някои характерни черти на PhGs, които ни позволиха да определим функционалните групи в структурите. Следователно методът LC–ESI-MSN е мощен инструмент за бърза идентификация на фенилетаноиди и техните гликозиди в екстракти от C. deserticola, особено когато е обоснован с NMR данни.

Признание

Авторите биха искали да благодарят на Джун Гу от Центъра за ядрено-магнитен резонанс, Университета на Гуелф, Онтарио, Канада за нейната помощ в ЯМР експериментите. Този проект беше частично подкрепен от финансиране от провинция Дзилин, Китай (№ 20060904).

Препратки

Chen, LJ, Games, DE, & Jones, J. (2003). Изолиране и идентифициране на четири флавоноидни съставки от семената на Oroxylum Indicum чрез високоскоростна противотокова хроматография. Journal of Chromatography A, 988, 95–105.

Cheng, XY, Wei, T., Guo, B., Ni, W., & Liu, CZ (2005). Клетъчни суспензионни култури на Cistanche deserticola: Биосинтез на фенилетаноидни гликозиди и антиоксидантна активност. Процесна биохимия, 40, 3119–3124.

Фуко, AP, & Chevolot, L. (1998). Противоточна хроматография: инструментариум, избор на разтворител и някои скорошни приложения за пречистване на природни продукти. Journal of Chromatography A, 808, 3–22.

Gross, G.-A., Lahloub, MF, Anklin, C., Schulten, H.-R., & Sticher, O. (1988). Теукриозид, фенилпропаноиден гликозид от Teucrium Chamaedrys. Фитохимия, 27, 1459–1463.

He, ZD, Lau, KM, Xu, HX, Li, PC и But, PPH (2000). Антиоксидантна активност на фенилетаноидни гликозиди от шансовете на Brandisia. Journal of Ethnopharmacology, 71, 483–486.

Кобаяши, Х., Карасава, Х. и Миясе, Т. (1984). Проучвания върху съставките на Cistanchis Herba. III. Изолиране и структури на нови фенилпропаноидни гликозиди, цистанозид A и B. Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 32, 3009–3014.

Kobayashi, H., Oguchi, H., Takizawa, N., Miyase, T., Ueno, A., Usmanghani, K., et al. (1987). Нови фенилетаноидни гликозиди от Cistanche tubulosa (Schrenk) Hook. FI. Химически и фармацевтичен бюлетин, 35, 3309–3314.

Lei, L., Yang, FQ, Zhang, TY, Tu, PF, Wu, LJ, & Ito, Y. (2001). Препаративно изолиране и пречистване на актеозид и 2'-ацетил актеозид от Cistanches salsa (CA Mey) G. Beck чрез противотокова хроматография. Journal of Chromatography A, 912, 181–185.

Li, L., Tsao, R., Liu, ZQ, Liu, SY, Yang, R., Young, JC, et al. (2005). Изолиране и пречистване на актеозид и изоактеозид от Plantago psyllium L. чрез високоскоростна противотокова хроматография. Journal of Chromatography A, 1063, 161–169.

Li, LL, Wang, XW, & Wang, XF (1997). Антилипидна пероксидация и антирадикално действие на гликозиди в herba Cistanches. Китайски вестник на китайската Materia Medica, 22, 364–367.

Li, J., Wang, PF, Zheng, RL, Liu, ZM, & Jia, ZJ (1993). Защита на фенилпропаноидни гликозиди от Pedicularis срещу окислителна хемолиза in vitro. Planta Medica, 59, 315–317.

Lu, MC (1998). Проучвания върху седативния ефект на Cistanche deserticola. Вестник по етнофармакология, 59, 161–165.

Нишимура, Х., Сасаки, Х., Инагаки, Н., Чин, М. и Мицухаши, Х. (1991). Девет гликозида на фенетилов алкохол от Stachys szeboldzz. Фитохимия, 30, 965–969.

Ока, Ф., Ока, Х. и Ито, Й. (1991). Систематично търсене на подходящи двуфазни системи от разтворители за високоскоростна противотокова хроматография. Journal of Chromatography, 538, 99–108.

Ravn, H., Nishibe, S., Sasahara, M., & Li, X. (1990). Фенолни съединения от Plantago Asiatica. Фитохимия, 29, 3627–3631.

Schapoval, EES, Winter de Vargas, MR, Chaves, CG, Bridi, R., Zuanazzi, JA, & Henriques, AT (1998). Противовъзпалителни и антиноцицептивни действия на екстракти и изолирани съединения от Stachytarpheta cayennensis. Journal of Ethnopharmacology, 60, 53–59.

Shoyama, Y., Matsumoto, M., & Nishioka, I. (1987). Фенолни гликозиди от болни корени на Rehmannia glutinosa Var. пурпура. Фитохимия, 26, 983–986.

Wang, XW, Jiang, XY, Wu, LY и Wang, XF (2001). Почистващ ефект на гликозидите на Cistanche deserticola върху свободните радикали и неговата защита срещу OH-индуцирано увреждане на ДНК in vitro. Вестник по китайска фармакология, 36, 29–31.