Оценка на антиоксидантите, избелващите и антистареещите свойства на оризовите протеинови хидролизати

Контакт:joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Hui-Ju Chen 1,2, Fan-Jhen Dai 2, Cheng-You Chen 3, Siao-Ling Fan 2, Ji-Hong Zheng 4, Yu-Chun Huang 2, Chi-Fai Chau 1, Yung-Sheng Lin 3, 4,5,* и Чин-Шу Чен 1,*

Резюме:Протеинови хидролизати от растителен произход имат потенциални приложения в храненето. Оризовите протеинови хидролизати (RPHs), отличен източник на протеини, привлякоха вниманието за разработването на козмецевтични продукти. Малко проучвания обаче съобщават за потенциалното приложение на RPH в анализа и това проучване ги изследваантиоксидантактивности и инхибиторните активности на ензимите за отстраняване на кожата. Резултатите показват, че общите фенолни и флавоноидни концентрации са 2.06 ± 0.13 mg еквивалент на галова киселина/g RPH и 25.96 ± 0.52 µg еквивалент на кверцетин/g RPH, съответно. RPH демонстрират зависима от дозата активност за улавяне на свободни радикали от 1,1-дифенил-2-пикрилхидразил [половин максимална инхибираща концентрация (IC50)=42.58 ± 2,1 mg/g RPHs] и 2 ,20-азино-бис (3-етилбензотиазолин-6-сулфонова киселина) (IC50=2.11 ± 0,88 mg/g RPH), зависим от дозата редукционен капацитет (6,95 ± 1,40 mg витамин C еквивалент/g RPHs) и капацитет за абсорбиране на кислородни радикали (473 µmol Trolox еквивалент/g RPHs). Концентрациите на RPH разтвора, необходими за постигане на 50 процента инхибиране на хиалуронидазата итирозиназаактивностите бяха определени съответно на 8,91 и 107,6 mg/mL. Това проучване показа, че RPH иматантиоксидант, антихиалуронидаза и антитирозиназа за бъдещи козметични приложения.

Ключови думи:оризов протеинов хидролизат;антиоксидант; хиалуронидаза;тирозиназа; козметични

цистанчеизбелванеефектвърху кожата доанти-оксидация

1. Въведение

Излагането на ултравиолетова радиация е отговорно за фотостареенето (или външното стареене); за разлика от това, реактивните кислородни видове, произведени в клетъчния метаболизъм и влошаването на биологичните функции, са отговорни за вътрешното стареене [1,2]. Преработените храни често съдържат естествениантиоксидантикато катехини, аскорбинова киселина, токофероли, розмаринова киселина и фенолни екстракти от различни растения. Изследванията, проведени върху естествените антиоксиданти, сега разглеждат нетрадиционните източници. Естествен произходантиоксидантиса по-желани от химически произведенитеантиоксидантитъй като се съобщава, че някои синтетични антиоксиданти са канцерогенни [3]. Оризът (Oryza sativa) е основен хранителен продукт за хората по света, особено тези, живеещи в Азия. Годишното производство на ориз в света е приблизително 741 милиона тона [4]. В азиатските страни се съобщава, че оризът е източник на 75 процента от енергийния прием на над 2 милиарда души [5]. Екстензивното производство на ориз води до съответното количество производство на странични продукти. Остатъчният продукт от процеса на производство на ориз съдържа по-голямата част от протеина на зърното (~60–85 процента), но се изхвърля или използва за хранене на животни [6–8]. Съобщава се, че пептидите, получени от различни протеинови хидролизати, действат като потенциалантиоксиданти[9]. Следователно естествените и нетоксични антиоксиданти могат потенциално да бъдат извлечени от хидролизати на хранителни протеини. Много учени са използвали богати на липиди модели и съобщават за протеинови хидролизати, както и пептиди от мляко, зеин и соев протеин, които имат решаващи антиоксидантни характеристики, включително извличане на свободни радикали, инхибиране на храната и in vitro липидна пероксидация и хелатиране на преходни метали [10– 12].

Хиалуроновата киселина (HA) помага за подмладяване на кожата, защото увеличава вискозитета, съдържа влага и прави извънклетъчните течности по-малко пропускливи. Поради отличния си капацитет за задържане на вода, ХК повишава младостта, овлажняването и гладкостта на кожата и намалява степента на бръчките [13,14]. За съжаление, нивото на НА в кожата естествено намалява с възрастта. Хиалуронидазата е ензим, който разрушава НА, причинявайки загуба на здравина, гъвкавост и влага на кожата, което от своя страна води до стареене на кожата. Следователно бръчките могат да бъдат лекувани чрез инхибиране на хиалуронидаза и поддържане на съдържанието на НА в кожата [15,16]. Ензимът, произвеждащ меланинтирозиназадопринася жизненоважно за ограничаващата скоростта стъпка на процеса, чрез който се произвежда меланин. Следователно нарушенията на пигментацията обикновено се лекуват и изсветляването на кожата се постига чрез инхибиране или понижаване на регулациятатирозиназаактивност [17,18].

В няколко проучвания е установено, че хидролизатите на зърнен протеин и пептидите, които могат да бъдат получени от тях, имат антиоксидантно, антихипертензивно и антитуморно действие [19,20]. Положителният принос за човешкото здраве на пептидите и протеините с произход от храната постепенно се признава [21]. Потребителите все повече изискват козметичната и здравната индустрия да използват естествени биоактивни съединения. Оризовите протеинови хидролизати (RPH) привлякоха вниманието като отличен източник на протеини. Въпреки това, малко проучвания съобщават за характеризирането и функционалния анализ на RPH. Следователно, това проучване оценява антиоксидантната активност и хиалуронидазата итирозиназа-инхибиторна активност на RPHs.

2. Резултати и дискусия

2.1. Обща фенолна концентрация (TPC) и общо флавоноидно съдържание (TFC)

Стандартът в TPC анализа беше галова киселина с няколко концентрации. По-високата абсорбция показва по-висок TPC. TPC на RPH пробите се получава чрез въвеждане на стойностите на оптичната абсорбция на RPH пробите в кривата на калибриране на галова киселина. Чрез начертаване на концентрацията на RPH спрямо фенолната концентрация (Фигура 1а) се получава среден TPC от 2.06 ± 0.13 mg GAE/g RPHs. TFC от 25,96 ± 0,52 µg QE/gRPHs беше получена чрез следване на подобна процедура (Фигура 1b). Фигура 1c допълнително свързва TPC и TFC на пробите на RPH. Той разкрива, че връзката между TPC и TFC може да бъде изразена като y=0.0121x плюс 0,0659, където x и y са съответно TPC и TFC.

TPC на RPH включва концентрациите на фенолни аминокиселини и фенолни съединения на пептидите. Взаимодействието протеин-фенолно съединение обикновено включва ковалентно и нековалентно свързване. Фенолните съединения се освобождават по време на ензимна хидролиза. Специфичните ензими може да са най-способни да унищожат протеин-полифенолните комплекси; това води до освобождаване на по-голям брой фенолни съединения и пептиди с фенолни групи, като тирозин [22]. Съобщава се за силна връзка между общото съдържание на полифеноли в зърната и тяхната биологична активност. Добре известно е, че полифенолите имат силна антиоксидантна активност [23]. Въпреки че се намират в по-малко количество, терпените [24] или сесквитерпените [25] в ориза също могат да допринесат за антиоксидантната активност.

2.2. Активност на антиоксидантите

2.2.1. Активност на свободните радикали на DPPH

Фигура 2 изобразява активността на DPPH за отстраняване на свободните радикали в RPH разтвора. Установено е, че по-високата концентрация на разтвора води до по-висока активност. Полумаксималната инхибираща концентрация (IC50), която е концентрацията на екстракта, при която половината от всички DPPH свободни радикали могат да бъдат уловени, е 42,58 ± 2,1 mg/mL оризови пептиди.

2.2.2. Почистваща активност на ABTS свободни радикали

Активността на ABTS за отстраняване на свободните радикали на RPH, илюстрирана на Фигура 3, е по-висока, когато е използвана по-висока концентрация на екстракт. IC50 е 2,11 ± 0,88 mg/mL оризови пептиди. Този резултат показва, че RPHs имат силна ABTS активност за отстраняване на свободните радикали. Съдържащите сяра аминокиселини, включително Met и Cys, и хидрофобните аминокиселини, включително Ala, Val, Ile, Leu, Met, Cys, Tyr, Phe, Try и Pro, могат да бъдат важни фактори по отношение на свободния радикал ABTS очистваща дейност.

В това проучване IC50 стойността на ABTS активността на освобождаване на свободните радикали е по-ниска от DPPH активността на освобождаване на свободните радикали, съгласувайки се с резултатите от обвивката и ядрото на семената на Jatropha curcas L. [28] и семената и кората на плода хинап [29]. Тази констатация също съответства на доклада за протеинови хидролизати от оризови трици с 43,98–66,25 µmoL Trolox еквивалент/g проба и 403,28–430,12 µmoL Trolox еквивалент/g проба за DPPH активност на освобождаване на свободни радикали и ABTS активност на освобождаване на свободни радикали, съответно [27].

Една възможна причина е разликата в разтворимостта между свободния радикал DPPH (разтворим в масло) и свободния радикал ABTS (разтворим в масло/вода) [30,31]. Антиоксидантният потенциал на протеиновите хидролизати от оризови трици е повлиян от неговия профил на молекулно тегло, аминокиселинен състав и хидрофобност [32].

2.2.3. Капацитет на намаляване

Констатациите от анализа на капацитета на редуциране за RPHs са представени на Фигура 4. Капацитетът на редукция нараства с концентрацията на RPHs. Редукционният капацитет е 6,95 ± 1,40 mg VCE/g RPH, което показва, че RPH са ефективен антиоксидант.

2.2.4. Капацитет на абсорбция на кислородни радикали (ORAC)

Тестът ORAC има предимства пред други подходи за определяне на антиоксидантната активност, включително използваните реагенти са перокси радикали с подобен механизъм на реакция и редокс потенциал на физиологичните оксиданти; общият заряд и състояние на протониране, с коитоантиоксидантиреагират като тези в човешкото тяло [33]. Методът ORAC също има биологично значение за ефикасността на антиоксидантите в човешкото тяло. Фигура 5 изобразява резултатите от ORAC анализа на RPH и стандарта Trolox в различни концентрации. ORAC е получен от регресионното уравнение на калибрационната крива, свързваща нетната AUC с концентрацията на Trolox. Резултатите показват, че RPH има ORAC от 473 µmol TE/g RPHs.

Антиоксидантните пептиди или аминокиселини могат да бъдат получени чрез ензимна протеинова хидролиза, което води до висока активност срещу оксиданти [34]. Хелацията на металните йони, инхибирането на липидната пероксидация и освобождаването на свободните радикали от биологично активните пептиди са отговорни за тяхната антиоксидантна активност. Свободните радикали могат да бъдат потушени и експресията на протеини и ензими, намаляващи оксидативния стрес, може да се регулира нагоре от антиоксидантни пептиди. Съобщава се, че антиоксидантната ефикасност на протеиновите хидролизати и пептиди зависи от последователността на аминокиселините и размера на пептида, които се влияят от условията на хидролиза, протеиновия източник и вида на протеазата [35]. Според Adebiyi et al. [36], най-големият смилаем протеин от оризови трици може да бъде разбит на по-малки парчета от субтилизин, което води до по-голям добив и съдържание на протеин. TPC и антиоксидантната активност на хидролизата могат да бъдат повлияни от спецификата на ензимите. Следователно, антиоксидантната активност на пептида може да бъде повлияна от характеристиките на протеиновия източник, специфичността на ензима и нивото на хидролиза [37].

Има много доклади за използване на протеази (като алкалаза, търговско наименование на асубтилизин А от вида Bacillus) за хидролизиране на растителни протеини за получаване на антиоксидантни пептиди. В това отношение соевият протеин е един от най-често съобщаваните протеини [38]. Освен това се открива и алкалазна хидролиза на протеин от оризови трици. При оптимални условия алкалазахидролизата на лепливи оризови трици произвежда протеинови хидролизати с IC50 стойност от 0.87 ± 0,02 mg/mL при DPPH освобождаване от свободни радикали [39]. В нашето проучване стойността на IC50 на RPHs беше 42,58 ± 2,1 mg/mL. Въпреки че стойността на IC50 при DPPH улавянето на свободните радикали в това проучване не е толкова ефективна, колкото тази от протеина на оризовите трици, ABTS улавянето на свободните радикали (IC50=2.11 mg/mL) е по-ефективно от хидролизатите на соевия протеин, получени чрез Alcalasehydrolysis ( IC50=2.93 mg/mL) [40].

2.3. Хиалуронидазна инхибиторна активност

Протеолитичен ензим, хиалуронидаза, се намира в дермата и катализира разграждането на НА в екстрацелуларния матрикс [41]. Това проучване използва танинова киселина като положителна контрола за целите на сравнението. Фигура 6 разкрива, че таниновата киселина има по-високо инхибиране на активността на хиалуронидазата; IC50 беше 0.14 mg/mL, подобно на стойността, получена от Nishida et al. (0.121 mg/mL; 71.1 mM) [42]. Обратно, IC50 от 8,91 mg/mL беше изчислена за RPH разтвора. Този резултат от RPH разтвора съответства на нашата предишна стойност на IC50, 7,61 mg/mL [43]. Протеини, полизахариди и синтетични съединения с растителен произход са сред обхвата на съединенията, в които присъстват инхибитори на хиалуронидаза. Тези инхибитори спомагат за поддържането на баланса синтез-разграждане на НА [44]. Ниската концентрация на НА в кожата води до сухота и бръчки. Следователно, инхибирането на активността на хиалуронидазата е път, чрез който морфологията на кожата може да бъде подобрена и нейното стареене забавено.

2.4. Тирозиназа-инхибиторна активност

Протеиновите хидролизати от естествени източници имат потенциала да инхибираттирозиназна активност. Тестът за инхибиране на тирозиназа in vitro обикновено се използва за оценка на това как агентите за избелване на кожата влияят пряко върху активността на тирозиназата [45]. Като участва в етапа на ограничаване на скоростта на меланинсинтеза, тирозиназата катализира хидроксилирането на L-тирозин в L-DOPA и след това окисляването на последния в о-допахинон. Когато е желателно да се предотврати биосинтезата на меланин, инхибирането на L-тирозиназната активност може да бъде от решаващо значение. Тук,тирозиназасе използва за измерване на RPH антитирозиназната активност. Както е показано на Фигура 7, концентрация107,6 mg/mL постига 50 процента инхибиране на активността на тирозиназата. Аскорбиновата киселина показва висока инхибиторна активност на тирозиназа (IC50=0.098 mg/mL), която е подобна на 0,102 mg/mL, които Seo et al. съобщава [46].

Протеинови хидролизати от оризови трици са значително високитирозиназа-инхибиторна активност [47,48]. Инхибиторната активност на тирозиназата на RPH разтвора може да е резултат от аминокиселинните профили на пептидите. Шуринк и др. описано, че ефективнотирозиназа-инхибиторните пептиди се състоят от аргининови остатъци и фенилаланин [49]. Инхибиторната активност на тирозиназата може да бъде подобрена от хидрофобни аминокиселинни остатъци (напр. аланин), а производството на меланин може да бъде нарушено от аланин [50]. Освен това Zhang et al. също съобщава, че хидролизатът на оризовия протеин може да намали съдържанието на меланин и активността на тирозиназата в UVB-индуцирания клетъчен модел [51].

цистанче бодибилдинг

2.5. Аминокиселинни профили и MW на RPH

Съдържанието на протеин в ориза след отстраняване на нишестето в настоящото изследване е 23,56 процента от теглото, а степента на хидролиза на пробата, хидролизирана от протеаза, е 9,36 процента. Таблица 1 описва подробно състава на аминокиселините в RPHs. В пробата всеки 100 g съдържа 5,18 g аминокиселини. По отношение на аминокиселинните компоненти, RPHs са богати на аланин, левцин, аргинин, глутаминова киселина и аспарагинова киселина. Всеки 100 g от пробата съдържа общо 1,73 g хидрофобни аминокиселини (аланин, валин, левцин, изолевцин, пролин, фенилаланин и цистеин). Този резултат беше напълно различен от предишния ни доклад [43] в разтвора на амилаза и неговата температура на обработка за отстраняване на нишестето. Съдържанието на хидрофобни аминокиселини беше 1,90 пъти по-високо от предишния ни доклад. По-ниската температура на обработка (60 ◦C) в това изследване може да предотврати денатурирането на протеини в големи количества, така че активността на аминокиселините може да бъде по-добре запазена. В допълнение, подобно заключение се получава и от друга гъбична амилаза и глюкоамилаза за захаризиране на нишесте в бели оризови трици [52].

Изследванията са установили, че хидрофобните аминокиселини приличатантиоксидантичрез повишаване на базираната на липиди разтворимост в протеинови хидролизати и пептиди от различни протеинови източници, като по този начин насърчава взаимодействието със свободните радикали [38,53]. Някои аминокиселини са докладвани от Chen et al. [54] като цяло да бъдеантиоксиданти; споменатите киселини включват триптофан, цистеин, метионин, тирозин и хистидин. В настоящото изследване ароматните аминокиселини (фенилаланин, тирозин и триптофан) съдържат 0.53 g/100 g RPHs. Следователно тези аминокиселини с пептиден произход вероятно са отговорни за антиоксидантната активност на RPHs.

В допълнение, протеини, които са хидролизирани в по-къси пептиди, имат различно MW разпределение и някои хидрофобни групи, нагънати във вътрешността на пълните естествени протеинови молекули, обикновено са изложени на водната фаза. Това е свързано с протеиновите молекули, които са структурно пренаредени и следователно с функционалните свойства на протеина [55,56]. Данните от трицин-SDS-PAGE показват, че MW на RPHs е в диапазона 5–35 kDa (Фигура 8а).

Фигура 8b изобразява относителното съдържание на различни MW в RPH. Като цяло, 45,24 процента от целия протеин беше в основната лента (MW ≈ 2,4 kDa). Подобни резултати са получени по отношение на пептида от протеинови хидролизати на оризови трици. Най-високата антиоксидантна активност, получена от Thamnarathip et al. [37] беше този за пептиди с MW=6–50 kDa. Освен това съществуват връзки между функцията на протеиновите хидролизати и разпределението на MW и състава на аминокиселините [57]. Това обяснява антиоксидантната активност на RPH, наблюдавана в настоящото изследване.

2.6. Тест за клетъчна токсичност

За бъдещи приложения се изисква ниска клетъчна токсичност. За да се оцени цитотоксичността и биосъвместимостта на RPHs, клетъчната жизнеспособност на сурови 264.7 клетки в RPH разтвор беше измерена чрез MTT метод. Както е показано на Фигура 9, жизнеспособността на клетките е над 100 процента при третиране с 25–2000 µg/mL RPH за 24 часа и 48 часа. Резултатите показват забележително ниската цитотоксичност на RPH. Следователно, RPH могат потенциално да се използват като козметични приложения с много ниска цитотоксичност.

3. Материали и методи

3.1. Реактиви

Железен(III) хлорид, 2,20-азино-бис(3-етилбензотиазолин-6-сулфонова киселина) (ABTS), Тролокс(6-хидрокси-2,5 ,7,8-тетраметилхроман-2-карбоксилова киселина), l-3,4-дихидроксифенилаланин (L-DOPA), 1,1-дифенил-2- пикрилхидразил (DPPH) и трихлороцетна киселина са получени от Alfa Aesar (Tewksbury, MA, USA). 2,20-азобис(2-метилпропионамидин) дихидрохлорид (AAPH), фенолен реагент на Folin–Ciocalteu, галова киселина, аскорбинова киселина, гъбатирозиназаи флуоресцеин натрий са получени от Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA). Натриевият карбонат е получен от Riedel-de Haën (Seelze, Германия). И накрая, калиев ферицианид, натриев хидроген фосфат и натриев дихидроген фосфат бяха получени от Showa Chemical (Токио, Япония).

3.2. Подготовка на RPHs

RPHs бяха приготвени, както е описано по-горе, с изключение на това, че гъбичната амилаза беше приета за захаризиране на нишестето в оризовото брашно, като се избягва увреждане на аминокиселините, причинено от бактериална амилазна хидролиза при високи температури [43,58]. Сто грама оризово брашно се накисва в 1000 mL дестилирана вода, съдържаща 0,5 процента гъбична амилаза (Genencor, NY, САЩ); сместа след това се нагрява за 24 часа до 60 ◦C ( рН 4.2), след което се оставя да се охлади до стайна температура. Центрофугирането се извършва в продължение на 10 минути при 1968 × g за отстраняване на останалия супернатант. След 20-кратно добавяне на вода и 2 mL от 0,1 процента хидролитична протеаза (Healthmate, Changhua, Тайван) към неразтворимата част, разтворът се разклаща и инкубира в продължение на 4 часа при 55 ◦C. Методът pH-stat беше използван за поддържане на pH на разтвора на оптимално ниво и след това беше извършено нагряване при 85 ◦C за 10 минути за инактивиране на ензима. Останалата неразтворима фракция се отстранява чрез центрофугиране за 15 минути при 3075 × g. Беше извършена лиофилизация на супернатантата, която след това беше съхранявана при -20 ◦C преди употреба.

3.3. Антиоксидантна активност на RPH

3.3.1. Обща фенолна концентрация (TPC)

Използван е методът на Folin–Ciocalteu за откриване на TPC на RPHs [59]. Първо, 200 µL от фенолния реагент на Folin–Ciocalteu (0,3M) се смесват равномерно чрез5-min разклащане с 200 µL от RPH разтвор и към тази смес се добавят 400 µL дейонизирана (DI) вода и 200 µL 10 процента (w/v) разтвор на натриев карбонат. Смесеният разтвор претърпя 60 минути инкубиране на тъмно при стайна температура. След това се центрофугира в продължение на 15 минути при 3000 rpm. Измерването използва 100 µL супернатант. За определяне на TPC (единица: mg) на еквивалента на галова киселина (GAE) на грам суха RPH проба (единица: mg GAE/g RPHs), данните за оптичната абсорбция бяха въведени в стандартна крива, представяща галова киселина. Абсорбцията се получава при 700 nm с помощта на спектрофотометър EpochMicroplate (BioTek, VT, USA).

3.3.2. Общо съдържание на флавоноиди (TFC)

TFC се получава следвайки подхода на Wathoni et al. с малки модификации [60]. Първо, 500 µL всяка от пробата и 2 процента (w/v) разтвор на алуминиев хлорид бяха смесени. Реакционният разтвор се разбърква старателно и се оставя за 10 минути и се оценява абсорбцията при 415 nm. Резултатът се отчита в микрограми кверцетинов еквивалент (QE) на грам суха RPH проба (µg QE/g RPH).

цистанче бодибилдинг

3.3.3. DPPH активност за отстраняване на свободни радикали

Първо, 198 µM DPPH етанолов разтвор (50 µL) и RPH разтвор или DI вода (0,5 µL; съответно пробата и контролата) се смесват и след това се оставят да престоят 30 минути на тъмно при стайна температура. Впоследствие се получава абсорбцията на разтвора при 517 nm. Относителната активност на почистване се изчислява чрез определяне на разликата в абсорбцията между пробата и контролата. Високата активност на DPPH за отстраняване на свободните радикали се отразява от ниска оптична абсорбция. При оценката на DPPH активността на освобождаване на свободните радикали от разтвора RPH, използваният стандарт е витамин С [61–63].

3.3.4. Почистваща активност на ABTS свободни радикали

Подходът, докладван от Wu et al. беше използван за оценка на антиоксидантната активност на RPH разтвора [64]. Първо, 7 mM изходен разтвор на ABTS (250 µL) реагира с 2,45 mM калиев персулфат (250 µL), за да се получи ABTS свободен радикален катион (ABTS• плюс), като сместа се съхранява за 16 часа при 4 ◦C на тъмно, преди да бъде използван. След уравновесяване на тъмно при стайна температура, 0.1 М фосфатно буфериран физиологичен разтвор (PBS; рН 7,4) се използва за разреждане на разтвора до 0,70 ± 0,02 абсорбция при 734 nm. След това към 180 µL от разредения ABTS разтвор се добавят 20 µL Trolox (положителна контрола) или RPH разтвор (проба). След това сместа се подлага на 10 минути инкубиране при стайна температура. Това изследване определя оптичната абсорбция при 734 nm; по-ниската абсорбция съответства на по-висока ABTS активност на улавяне на свободните радикали. Стандартът, използван за оценка на активността на RPHsolution за отстраняване на свободните радикали ABTS, беше антиоксидантът Trolox.

3.3.5. Капацитет на намаляване

Тестът за редуцираща железо антиоксидантна мощност беше използван за определяне на общата антиоксидантна активност на RPH разтвора. Както се съобщава от Lin et al. [29], RPH разтворът (200 µL) се смесва равномерно с 1 процент (w/v) K3Fe(CN)6 и 0,2 М PBS буфер (pH 6,6; 100 µL всеки) В продължение на 20 минути се използва 50 °C водна баня за загряване на сместа; след отстраняване на сместа от банята, тя бързо се охлажда за 3 минути. Впоследствие бяха извършени добавяне на 10 процента (w/v) трихлороцетна киселина (100 µL) и 10-min центрофугиране при 3000 rpm. Това беше последвано от екстракция на супернатантата (400 µL) и нейното равномерно смесване с 0. 1 процент (w/v) FeCl3 (100 µL) и DI вода (400 µL). Fe4[Fe(CN)6]3 се получава чрез10-min реакция на тази смес на тъмно. Впоследствие по-високата оптична абсорбция (измерена при 700 nm) показва по-висок редукционен капацитет. Стандартният витамин С беше използван за определяне на съдържанието на еквивалент на витамин С (VCE) на грам RPH.

3.3.6. Капацитет на абсорбция на кислородни радикали (ORAC)

Това проучване получи ORAC чрез модифициране на докладван по-рано метод [65]. След разтваряне на RPH пробата в дестилирана вода, RPH разтворът (50 µL) се смесва с флуоресцеин (10 µM) в 96-ямкова микротитърна плака. Разтворът претърпя 15- минути инкубация при 37 ◦C, последвано от добавяне на 50 µL от AAPH (500 mM). На всеки 5 минути и в продължение на общо 120 минути се записва флуоресценцията (λex и λem=485 и съответно 528 nm). Антиоксидантният капацитет на RPHs се открива от кинетиката на затихване на флуоресценцията чрез изчисляване на площта под кривата (AUC ). При изчисляването на RPH ORAC стандартът беше 15–250 µM Trolox. ORAC се отчита като микромола тролокс еквивалент (TE) на грам суха RPH проба (µmol TE/g RPH).

3.4. Хиалуронидазна инхибиторна активност

Тестът за инхибиране на хиалуронидазата беше проведен с помощта на {{0}}микроплака с ямки и по-рано докладван метод с леки модификации [40]. N-ацетилглюкозаминът се освобождава чрез взаимодействие на хиалуронидаза с НА субстрата. В присъствието на който и да е инхибитор, освобождаването на N-ацетилглюкозамин е намалено, като това освобождаване се открива чрез получаване на 600-nm абсорбция. НА се утаява с разтвор на кисел албумин, съставен от 0.1 М ацетатен буфер (рН 3,9) и говежди серумен албумин (1 mg/mL). Разтворът на пробата и 5 mg/mL хиалуронидаза претърпяха 20-минутна инкубация при 37 ◦C. Към инкубационната смес впоследствие се добавя НА (1{{20}}0 µL; 5,0 mg/mL в 0,1 М ацетатен буфер). Беше извършена допълнителна инкубация при 37 ◦C за 40 минути. 0.1 mL 0.4 M разтвор на алкален борат се добавя, за да се спре ензимната реакция.

3.5. Тирозиназа-инхибиторна активност

Настоящото проучване оценява антитирозиназната активност на RPH чрез използване на докладван по-рано протокол с модификации [66]. Ензимен разтвор (135 U/mL) се приготвя чрез разтваряне на тирозиназа в 20 тМ фосфатен буфер (рН 6.8). Освен това, DIwater беше използвана за получаване на 1.25 mM L-DOPA разтвор. След това 40 µL от различни концентрации на RPH пробни разтвори се смесват с 40 µL разтвор на тирозиназа и 120 µL разтвор на L-DOPA. В продължение на 30 минути тази смес се поддържа при 37 ◦C в теста за инхибиране на RPHs натирозиназадейност. Използван е спектрофотометър (FLUOstar Omega MicroplateReader, BMG Labtech GmbH, Германия) за получаване на 475-nm абсорбция. Всички измервания са извършени три пъти. Абсорбцията на съответната група, когатотирозиназане присъстваше беше изваден. Степента на ензимно инхибиране се определя като

3.6. Характеризиране на RPH

3.6.1. Аминокиселинни профили

Това проучване откри аминокиселинния състав на RPH. Първо, в продължение на 24 часа и при 115 ◦C, 4 М метансулфонова киселина беше използвана за хидролизиране на пробите в евакуирани запечатани епруветки. Две системи за доставяне на разтворители Waters 510 и аминокиселинен анализатор (L 8900; Hitachi, Токио, Япония) бяха използвани за дериватизирано аминокиселинно разделяне на aSpherisorb ODS2 колона с размери 25 m × 64,6 мм. Това изследване използва следните разтворители: (а) натриев ацетат (0,14 М) и триетиламин (850 µL/L; рН 5,6) и (б) 60 процента ацетонитрил, за който градиентът е 0 процента за 2 минути; 0–42 процента за 15,5 минути (изпъкнала крива); и 100 процента за 4 минути. Бяха взети дублирани проби за измерване на аминокиселинни профили при 254 nm [67,68].

3.6.2. Молекулно тегло (MW) на протеина

В съответствие с метода на Schägger [69] и при редуциращи условия, това изследване получава разпределението на MW чрез електрофореза с трицин–натриев додецилсулфат (SDS)–полиакриламидегел (PAGE) с леки модификации. Буфер за проба (30 g/L SDS, 0.375 MTris-HCl, 0.125 g/L Coomassie Brilliant Blue G-250 и 75 g/ L глицерол; рН 7) се използва за диспергиране на лиофилизираната проба, след което се извършва центрофугиране преди зареждане. Общо 20 µL 2-меркаптоетанол се добавят към 1 mL от трицин-SDS-PAGE пробата. Пробата се нагрява при 100 ◦C за 90 s. Ямка за проба се зарежда с всяка проба и неоцветен протеинов стандарт с широк диапазон (Bio-Rad Laboratories, Германия) с помощта на микроспринцовка. След това беше извършена електрофореза - първо при постоянни 30 mV, докато цялата проба се съдържаше в наслагващия гел и след това до завършване при постоянни 100 mV. Впоследствие 0,02 процента разтвор на Coomassie Brilliant Blue R-250 беше приложен за оцветяване с гел. Абсолютното фоново обезцветяване на геловете се извършва чрез разклащане на геловете в 10 процента оцетна киселина за една нощ. Накрая, изображението на гела беше анализирано, за да се идентифицират протеиновите ленти в лентите; този анализ е извършен в ImageJ (Национални здравни институти на САЩ, Бетезда, MD, САЩ). Бяха използвани стандартни маркери за получаване на калибровъчна крива, от която беше оценена MW. Накратко, първата стъпка беше да се определи дължината на миграция на всяка лента (Rf) от върха на разделящия гел. Тази втора стъпка беше изчисляването на кривата на калибриране чрез използване на Rf и log (MW) за стандартен маркер с дадена MW. Определянето на MW се извършва с помощта на Rf на протеинови ленти в RPH.

3.7. Тест за цитотоксичност

Сурови 264.7 клетки се култивират в модифицирана на Dulbecco Eagle среда (DMEM) с високо съдържание на глюкоза, съдържаща 10 процента фетален говежди серум (FBS), 4.5 g/L глюкоза, 1% антибиотичен разтвор (100 единици/ mL пеницилин и 100 µg/mL стрептомицин), 4 mM L-глутамин и 1,5 g/L натриев бикарбонат при 37 ◦C и 5 процента CO2. Клетъчната токсичност на необработени 264.7 клетки за RPHs беше измерена чрез 3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5 дифенил-тетразолиев бромид (МТТ) метод за анализ на пролиферация . Около 1 × 104 клетки на ямка бяха поставени в 96-плаки с ямки. След 24 часа в клетките бяха добавени различни концентрации на RPH (0–2000 µg/mL). След 24 и 48 часа инкубиране се добавят 100 uL разтвор на МТТ (0.5 mg/mL). При проверка под микроскоп се наблюдават сини формазанови кристали. DMEM се отстранява и се добавят 100 uL диметилсулфоксид (DMSO) на ямка. Абсорбцията се измерва с помощта на четец на микротитърни плаки. Клетъчната жизнеспособност (процент) след това се изчислява като [A570 (третирани клетки) − A570 (фон)] / [A570 (нетретирани клетки) − A570 (фон)] × 100 процента [70].

3.8. Статистически анализ

Докладът за всяка проба от хидролизат беше средната стойност от три независими повторени експеримента и определяния. Резултатите, изразени в средно ± стандартно отклонение (SD), бяха анализирани чрез еднопосочен ANOVA и post hoc тест на Duncan с помощта на StatisticalAnalysis System (версия 20.0; SPSS, Armonk, NY, USA). Стойности на p < 0,05="" се="" считат="" за="" статистическа="">

4. Изводи

Това проучване изследва функциите на RPH. Експерименталните резултати разкриха, че RPH съдържат фенолни съединения и флавоноиди и проявяват набор от антиоксидантни активности, като DPPH и ABTS очистващи дейности, редукционен капацитет и ORAC. В допълнение, RPH ефективно се инхибираттирозиназаи хиалуронидазна активност. Протеазата е критичен фактор, влияещ върху MW моделите на RPH. Анализът на RPHs показва техния потенциал за използване като съставка в козметиката.

цистанче бодибилдинг

Препратки

1. Ичихаши, М.; Ando, ​​H.; Йошида, М.; Ники, Й.; Мацуи, М. Фотостареене на кожата. Anti-Aging Med. 2009, 6, 46–59. [CrossRef]

2. Ким, Дж.-С.; Ким, Д.; Kim, H.-J.; Jang, A. Защитен ефект на желатинови хидролизати от магарешка кожа върху UVB-индуцирано фотостареене на фибробласти на човешка кожа. Процес. Biochem. 2018, 67, 118–126. [CrossRef]

3. Карочо, М.; Ferreira, IC Преглед на антиоксидантите, прооксидантите и свързаните с тях противоречия: Естествени и синтетични съединения, методологии за скрининг и анализ и бъдещи перспективи. Food Chem. Токсикол. 2013, 51, 15–25. [CrossRef]

4. Гуо, X.; Джан, Дж.; Може.; Tian, ​​S. Оптимизиране на ограничена хидролиза на протеини в оризов остатък и характеризиране на функционалните свойства на продуктите. J. Food Proc. Консервирайте. 2013, 37, 245–253. [CrossRef]

5. Парк, Х.-Й.; Лий, К.-В.; Чой, Х.-Д. Състав на оризови трици: Имуномодулиращо и терапевтично действие. Хранителна функция. 2017, 8,935–943. [CrossRef] [PubMed]

6. Джоу, К.; Canning, C.; Sun, S. Ефекти на оризови протеинови хидролизати, приготвени от микробни протеази и ултрафилтрация върху свободните радикали и окисляването на липидите на месото. LWT 2013, 50, 331–335. [CrossRef]

7. Пиу', LD; Tassoni, A.; Serrazanetti, DI; Фери, М.; Бабини, Е.; Tagliazucchi, D.; Gianotti, A. Експлоатация на течен страничен продукт от нишестената промишленост за производство на биоактивни пептиди от оризови хидролизирани протеини. Food Chem. 2014, 155, 199–206. [CrossRef]

8. Фери, М.; Graen-Heedfeld, J.; Брец, К.; Guillon, F.; Michelini, E.; Калабрета, ММ; Ламборгини, М.; Груарин, Н.; Рода, А.; Крафт, А.; et al. Пептидните фракции, получени от странични продукти от ориз чрез екологично чист процес, показват In Vitro биоактивност, свързана със здравето. PLOS ONE 2017, 12, e0170954. [CrossRef]

9. Wen, C.; Джан, Дж.; Джан, Х.; Дуан, Й.; Ma, H. Антиоксидантни пептиди, получени от растителни протеини: Изолиране, идентификация, механизъм на действие и приложение в хранителни системи: Преглед. Trends Food Sci. техн. 2020, 105, 308–322. [CrossRef]

10. Фелан, М.; Aherne, A.; Фицджералд, RJ; O'Brien, NM Биоактивни пептиди, получени от казеин: биологични ефекти, промишлени употреби, аспекти на безопасността и регулаторен статус. Вътр. Dairy J. 2009, 19, 643–654. [CrossRef]

11. Udenigwe, CC; Aluko, RE Биоактивни пептиди, получени от хранителни протеини: производство, обработка и потенциални ползи за здравето. J.Food Sci. 2012, 77, 11–24. [CrossRef] [PubMed]

12. Фардет, А.; Рок, Е. In vitro и in vivo антиоксидантен потенциал на млека, кисели млека, ферментирали млека и сирена: Наративен преглед на доказателства. Nutr. Рез. Rev. 2018, 31, 52–70. [CrossRef]

13. Лийч, JB; Катрин, AB; Чарлз, WPJ; Christine, ES Фотоомрежени хидрогелове на хиалуронова киселина: Естествени, биоразградими скелета за тъканно инженерство. Биотехнология. Bioeng. 2003, 82, 578–589. [CrossRef]

14. Jegasothy, SM; Заболотняя, В.; Bielfeldt, S. Ефикасност на нова локална нанохиалуронова киселина при хора. J. Clin. Aesthet.Dermatol. 2014, 7, 27–29.

15. Ндлову, Г.; Фуше, Г.; Целаняне, М.; Cordier, W.; Steenkamp, ​​V. In vitro определяне на потенциала против стареене на четири южноафрикански лечебни растения. BMC допълнение. Алтернативен. Med. 2013, 13, 304. [CrossRef]

16. Jiratchayamaethasakul, C.; Динг, Й.; Hwang, O.; Im, S.-T.; Jang, Y.; Myung, S.-W.; Лий, JM; Kim, H.-S.; Ko, S.-C.; Lee, S.-H. In vitro скрининг на инхибиторни и антиоксидантни активности на еластаза, колагеназа, хиалуронидаза и тирозиназа на 22 екстракта от халофитни растения за нови козмецевтични продукти. Риба. Aquat. Sci. 2020, 23, 1–9. [CrossRef]

17. Канг, М.; Парк, С.-Х.; О, SW; Лий, SE; Ю, JA; Nho, YH; Лий, С.; Хан, BS; Чо, JY; Lee, J. Антимеланогенните ефекти на резорцинол се медиират от потискане на cAMP сигнализиране и активиране на p38 MAPK сигнализиране. Biosci. Биотехнология. Biochem.2018, 82, 1188–1196. [CrossRef]

18. Чататикун, М.; Ямаучи, Т.; Ямасаки, К.; Айба, С.; Chiabchalard, A. Антимеланогенен ефект на Croton roxburghii и Crotonsublyratus листа в -MSH стимулирани B16F10 клетки. J. Tradit. Допълнение. Med. 2019, 9, 66–72. [CrossRef] [PubMed]

19. Ризело, CG; Nionelli, L.; Coda, R.; Gobbetti, M. Синтез на превантивния срещу рак пептид Lunasin от млечнокисели бактерии по време на ферментация на закваска. Nutr. Рак 2012, 64, 111–120. [CrossRef] [PubMed]

20. Рицело, CG; Tagliazucchi, D.; Бабини, Е.; Rutella, GS; Saa, DLT; Gianotti, A. Биоактивни пептиди от растителни хранителни матрици: Изследователски тенденции и нови биотехнологии за синтез и възстановяване. J. Функц. Храни 2016, 27, 549–569. [CrossRef]

21. Coscueta, ER; Campos, DA; Osório, H.; Нерли, BB; Pintado, M. Ензимна хидролиза на соев протеин: инструмент за производство на биофункционални хранителни съставки. Food Chem. X 2019, 1, 100006. [CrossRef]

22. Айдемир, LY; Yemenicioglu, A. Свързаните с протеини фенолни антиоксиданти в импулсите са невидима част от айсберга? J. Plant. Biochem.Physiol. 2013, 1, 1–3. [CrossRef]

23. Хуанг, SH; Ng, LT Количествено определяне на съдържанието на полифеноли и биоактивни съставки на някои търговски сортове ориз в Тайван. J. Food Compos. анален 2012, 26, 122–127. [CrossRef]

24. Йошитоми, К.; Танигучи, С.; Танака, К.; Uji, Y.; Акимицу, К.; Gomi, K. Rice terpene synthase 24 (OsTPS24) кодира чувствителна към жасмонат монотерпенова синтаза, която произвежда антибактериален -терпинен срещу оризов патоген. J. Plant. Physiol. 2016, 191,120–126. [CrossRef]

25. Kamolsukyeunyong, W.; Sukhaket, W.; Pitija, K.; Thorngkham, P.; Mahatheeranont, S.; Toojinda, Т.; Vanavichit, A. RiceSesquiterpene играе важна роля в антиксенозата срещу Brown Planthopper в ориза. Растения 2021, 10, 1049. [CrossRef][PubMed]

26. Лиу, Й.; Wang, Z.; Li, H.; Liang, M.; Yang, L. In vitro антиоксидантна активност на оризов протеин, повлиян от алкална степен и храносмилане на стомашно-чревна протеаза. J. Sci. Храна Agric. 2016, 96, 4940–4950. [CrossRef] [PubMed]

27. Фонгтай, С.; D'Amico, S.; Schoenlechner, R.; Homthawornchoo, W.; Rawdkuen, S. Фракциониране и антиоксидантни свойства на протеинови хидролизати от оризови трици, стимулирани от in vitro стомашно-чревно храносмилане. Food Chem. 2018, 240, 156–164. [CrossRef][PubMed]

28. Huang, S.-L.; Wang, W.-H.; Zhong, X.-Y.; Lin, C.-T.; Lin, W.-S.; Chang, M.-Y.; Лин, Ю.-С. Антиоксидантни свойства на Jatropha curcas L. Черупки от семена и екстракти от ядки. Приложение Sci. 2020, 10, 3279. [CrossRef]

29. Лин, Ю.-С.; Lin, W.-S.; Tung, J.-W.; Cheng, Y.-C.; Chang, M.-Y.; Chen, C.-Y.; Хуанг, С.-Л. Антиоксидантни способности на семената на плодовете от хинап и пулпа от кори. Приложение Sci. 2020, 10, 6007. [CrossRef]

30. Шахи, З.; Sayyed-Alangi, SZ; Najafian, L. Ефекти от вида на ензима и времето на процеса върху степента на хидролиза, ленти за електрофореза и антиоксидантни свойства на хидролизирани протеини, получени от обезмаслен Bunium persicum Bioss. пресова торта. Heliyon 2020, 6,e03365. [CrossRef] [PubMed]

31. Сие, Х.; Huang, J.; Woo, MW; Hu, J.; Xiong, H.; Zhao, Q. Ефект на дезактивиране на студен и горещ ензим върху структурните и функционални свойства на протеиновите хидролизати на оризовата утайка. Food Chem. 2021, 345, 128784. [CrossRef]

32. Рани, С.; Пуджа, К.; Pal, GK Изследване на оризови протеинови хидролизати и пептиди със специално отношение към антиоксидантния потенциал: изчислителни подходи за определяне на биоактивността. Trends Food Sci. техн. 2018, 80, 61–70. [CrossRef]

33. Бисби, RH; Брук, Р.; Navaratnam, S. Ефект на потенциала за антиоксидантно окисление в анализа на капацитета за абсорбция на кислородни радикали (ORAC). Food Chem. 2008, 108, 1002–1007. [CrossRef]

34. Елиас, RJ; Kellerby, SS; Decker, E. Антиоксидантна активност на протеини и пептиди. Крит. Rev. Food Sci. Nutr. 2008, 48, 430–441 [CrossRef] [PubMed]

35. Майн, Й.; Ли-Чан, Е.; Jiang, B. (Eds.) Биоактивни протеини и пептиди като функционални храни и хранителни добавки; Wiley-Blackwell: Hoboken, NJ, САЩ, 2010 г.; стр. 29–42.

36. Adebiyi, AP; Adebiyi, AO; Ямашита, Дж.; Огава, Т.; Мурамото, К. Пречистване и характеризиране на антиоксидантни пептиди, получени от протеинови хидролизати на оризови трици. Евро. Food Res. техн. 2008, 228, 553–563. [CrossRef]

37. Тамнаратхип, П.; Jangchud, K.; Nitisinprasert, S.; Vardhanabhuti, B. Идентифициране на молекулно тегло на пептид от хидролизат на протеин от оризови трици с висока антиоксидантна активност. J. Cereal Sci. 2016, 69, 329–335. [CrossRef]

38. Tacias-Pascacio, VG; Morellon-Sterling, R.; Siar, E.-H.; Тавано, О.; Berenguer-Murcia, Á.; Fernandez-Lafuente, R. Използване на Alcalasein производството на биоактивни пептиди: Преглед. Вътр. J. Biol. Macromol. 2020, 165, 2143–2196. [CrossRef] [PubMed]

39. Sarringkarin, W.; Laokuldilok, T. Оптимизиране на производствените условия на лепкав протеинов хидролизат от оризови трици с антиоксидантни свойства. CMU J. Nat. Sci. 2017, 16, 1–18. [CrossRef]

40. Джан, К.; Тонг, X.; Qi, B.; Wang, Z.; Li, Y.; Суи, X.; Jiang, L. Промени в антиоксидантната активност на Alcalase-хидролизиран соев хидролизат при симулирано стомашно-чревно храносмилане и трансепителен транспорт. J. Функц. Храни 2018, 42, 298–305. [CrossRef]

41. Tu, PTB; Tawata, S. Антиоксидантни, анти-стареещи и антимеланогенни свойства на етеричните масла от две разновидности на Alpinia zerumbet. Молекули 2015, 20, 16723–16740. [CrossRef]

42. Нишида, Й.; Сугахара, С.; Уада, К.; Тойохиса, Д.; Танака, Т.; Оно, М.; Yasuda, S. Инхибиторни ефекти на екстракта от етил ацетат от луковици на Scilla scilloides върху активността на липоксигеназата и хиалуронидазата. Pharm. Biol. 2014, 52, 1351–1357. [CrossRef]

43. Chen, H.-J.; Dai, F.-J.; Fan, S.-L.; Huang, Y.-C.; Chau, C.-F.; Lin, Y.-S.; Чен, C.-S. Кинетика на инхибирането на хиалуронидаза от оризов (Oryza sativa L.) протеинов хидролизат. Приложение Sci. 2020, 10, 9087. [CrossRef]

44. Гириш, К.; Kemparaju, K. Магическото лепило хиалуронан и неговата изтриваща хиалуронидаза: Биологичен преглед. Life Sci. 2007, 80, 1921–1943. [CrossRef] [PubMed]

45. Золгадри, С.; Бахрами, А.; Хан, MTH; Munoz-Munoz, J.; Гарсия-Молина, Ф.; Гарсия-Кановас, Ф.; Saboury, AA Изчерпателен преглед на инхибиторите на тирозиназата. J. Enzym. инхиб. Med. Chem. 2019, 34, 279–309. [CrossRef] [PubMed]

46. ​​Seo, EJ; Хонг, Испания; Чой, MH; Ким, KS; Lee, SJ Антиоксидантни и избелващи кожата ефекти на екстракти от Rhamnus yoshinoi. корейски J. Food Sci. техн. 2010, 42, 750–754.

47. Очиай, А.; Танака, С.; Танака, Т.; Taniguchi, M. Протеин от оризови трици като мощен източник на антимеланогенни пептиди с инхибиторна активност на тирозиназата. J. Nat. произв. 2016, 79, 2545–2551. [CrossRef] [PubMed]

48. Кубгломсонг, С.; Theerakulkait, C.; Рийд, RL; Янг, Л.; Майер, CS; Stevens, JF Изолиране и идентифициране на тирозиназни инхибитори и мед-хелиращи пептиди от хидролизиран албумин, получен от оризови трици. J. Agric. Food Chem. 2018, 66, 8346–8354 [CrossRef]

49. Шуринк, М.; ван Беркел, WJ; Wichers, H.; Boeriu, CG Нови пептиди с инхибиторна активност на тирозиназата. Пептиди 2007, 28,485-495. [CrossRef]

50. Ишикава, М.; Kawase, I.; Ishii, F. Комбинацията от аминокиселини намалява пигментацията в B16F0 меланомни клетки. Biol. Pharm.Bull. 2007, 30, 677–681. [CrossRef] [PubMed]

51. Джан, Р.; Wei, Y.; Ли, М.; Кай, М.; Gu, R.; Може.; Чен, Л.; Wang, J. Меланогенезни ефекти на хидролизат на оризов протеин и неговите характерни пептиди Leu-Leu-Lys, Leu-Pro-Lys и pyroGlu-Lys върху UVB-индуцирани човешки епидермални меланоцитни клетки. FoodFunct. 2020, 11, 8757–8767. [CrossRef]

52. Wang, Y.; Cai, D.; Подгъв.; Wang, Z.; Qin, P.; Tan, T. Отворено ферментативно производство на l-млечна киселина с използване на бели оризови трици чрез едновременно захарифициране и ферментация. Биоресурс. техн. 2015, 198, 664–672. [CrossRef] [PubMed]

53. Пан, М.; Jiang, TS; Pan, JL Антиоксидантна активност на протеинови хидролизати от рапица. Хранителен биопроцес. техн. 2009, 4, 1144–1152 [CrossRef]

54. Чен, ХМ; Мурамото, К.; Ямаучи, Ф.; Nokihara, K. Антиоксидантна активност на проектирани пептиди, базирани на антиоксидантен пептид, изолиран от разграждане на соев протеин. J. Agric. Food Chem. 1996, 44, 2619–2623. [CrossRef]

55. Liu, Q.; Конг, Б.; Xiong, YL; Xia, X. Антиоксидантна активност и функционални свойства на хидролизат на свински плазмен протеин, повлияни от степента на хидролиза. Food Chem. 2010, 118, 403–410. [CrossRef]

56. Лемес, А.; Сала, Л.; Руди, JDC; Брага, ARC; Egea, MB; Fernandes, KF Преглед на най-новите постижения в криптирани биоактивни пептиди от богати на протеини отпадъци. Вътр. J. Mol. Sci. 2016, 17, 950. [CrossRef] [PubMed]

57. Wang, J.-S.; Джао, М.-М.; Zhao, Q.-Z.; Jiang, Y.-M. Антиоксидантни свойства на папаинови хидролизати на пшеничен глутен в различни окислителни системи. Food Chem. 2007, 101, 1658–1663. [CrossRef]

58. Гао, М.-Т.; Канеко, М.; Хирата, М.; Тоорисака, Е.; Хано, Т. Използване на оризови трици като източник на хранителни вещества за ферментативно производство на млечна киселина. Биоресурс. техн. 2008, 99, 3659–3664. [CrossRef] [PubMed]

59. Хуанг, Уайоминг; Лин, YR; Хо, RF; Liu, HY; Lin, YS Ефекти на водни разтвори върху извличане на листа от зелен чай. Sci. World J. 2013, 2013, 368350. [CrossRef]

60. Wathoni, N.; Шан, CY; Шан, Уайоминг; Ростинавати, Т.; Индради, РБ; Pratiwi, R.; Muchtaridi, M. Характеризиране и антиоксидантна активност на пектин от кора от индонезийски мангостан (Garcinia mangostana L.). Heliyon 2019, 5, e02299. [CrossRef]

61. Tsai, C.-C.; Chan, C.-F.; Huang, W.-Y.; Lin, J.-S.; Чан, П.; Liu, H.-Y.; Лин, Ю.-С. Приложения на Lactobacillus rhamnosus SpentCulture Supernatant в козметични приложения за антиоксидиране, избелване и задържане на влага. Molecules 2013, 18, 14161–14171 [CrossRef]

62. Huang, W.-Y.; Lee, P.-C.; Hsu, J.-C.; Lin, Y.-R.; Chen, H.-J.; Лин, Ю.-С. Ефекти от качеството на водата върху разтварянето на праховете от екстракт от Yerba Mate. Sci. World J. 2014, 2014, 1–6. [CrossRef] [PubMed]

63. Чан, C.-F.; Wu, C.-T.; Huang, W.-Y.; Lin, W.-S.; Wu, H.-W.; Huang, T.-K.; Chang, M.-Y.; Лин, Ю.-С. Антиоксидация и инхибиране на меланогенезата на различни екстракти от Dendrobium tosaense. Молекули 2018, 23, 1810. [CrossRef] [PubMed]64. Wu, C.-T.; Агравал, окръг Колумбия; Huang, W.-Y.; Hsu, H.-C.; Yang, S.-J.; Huang, S.-L.; Лин, Ю.-С. Анализ на функционалността на отработени екстракти от смляно кафе, получени по хидротермален метод. J. Chem. 2019, 2019, 1–8. [CrossRef]

65. Дорта, Е.; Родригес-Родригес, EM; Jiménez-Quezada, A.; Fuentes-Lemus, E.; Спейски, Х.; Лиси, Е.; López-Alarcón, C. Използване на теста за капацитет на абсорбция на кислородни радикали (ORAC) за прогнозиране на капацитета на страничните продукти от манго (Mangifera indica L.) за инхибиране на окисляването на месния протеин. Анална храна. Методи 2016, 10, 330–338. [CrossRef]

66. Лин, Ю.-С.; Chen, H.-J.; Huang, J.-P.; Lee, P.-C.; Tsai, C.-R.; Hsu, T.-F.; Huang, W.-Y. Кинетика на инхибиторната активност на тирозиназата при използване на екстракти от листа на Vitis vinifera. BioMed Res. Вътр. 2017, 2017, 5232680. [CrossRef] [PubMed]

67. Bidlingmeyer, BA; Коен, SA; Tarvin, TL Бърз анализ на аминокиселини, използвайки дериватизация преди колона. J. Chromatogr. ББиомед. Sci. Приложение 1984, 336, 93–104. [CrossRef]

68. Asai, TT; Оикава, Ф.; Йошикава, К.; Inoue, N.; Sato, K. Колагенови пептиди, получени от храни, пролил-хидроксипролин (Pro-Hyp) и хидроксипролил-глицин (Hyp-Gly) подобряват растежа на първично култивирани миши кожни фибробласти, използвайки фетален говежди серум, свободен от хидроксипролил пептид. Вътр. J. Mol. Sci. 2019, 21, 229. [CrossRef]

69. Schägger, H. Tricine–SDS–PAGE. Нац. Protoc. 2006, 1, 16–22. [CrossRef]

70. Диао, Дж.; Chi, Z.; Guo, Z.; Zhang, L. Протеиновият хидролизат от боб Mung модулира имунния отговор чрез NF-kB пътя в липополизахарид-стимулирани RAW 264.7 макрофаги. J. Food Sci. 2019, 84, 2652–2657.[CrossRef]